Cykl kwasu cytrynowego

Z Wikipedii, wolnej encyklopedii
Skocz do: nawigacja, szukaj
Disambig.svg Na tę stronę wskazuje przekierowanie z „Cykl Krebsa”. Zobacz też: mocznikowy cykl Krebsa.

Cykl kwasu cytrynowego, cykl kwasów trikarboksylowych (TCA) lub cykl Krebsa – cykliczny szereg reakcji biochemicznych. Stanowi końcowy etap metabolizmu aerobów, czyli organizmów oddychających tlenem. Mechanizm cyklu zbadał w latach 30. XX wieku sir Hans Krebs, a kluczowe elementy cyklu przedstawił w 1937, za co został nagrodzony w 1953 Nagrodą Nobla.

Cykl kwasu cytrynowego przebiega w macierzy (matrix) mitochondrialnej eukariontów i w cytoplazmie prokariontów. Substratem cyklu jest acetylokoenzym A (acetylo-CoA, czynny octan), który po połączeniu ze szczawiooctanem daje cytrynian (koenzym A odłącza się), a następnie w wyniku kolejnych reakcji izomeryzacji, dehydrogenacji, hydratacji, dehydratacji i dekarboksylacji zostaje ostatecznie utleniony do dwóch cząsteczek dwutlenku węgla. Jednocześnie regeneruje się cząsteczka szczawiooctanu, redukują się 3 cząsteczki NAD i jedna FAD, powstaje też cząsteczka ATP lub GTP. Sumaryczny zysk energetyczny cyklu to 12 wiązań wysokoenergetycznych z jednej cząsteczki acetylo-CoA.

Rola w metabolizmie[edytuj | edytuj kod]

Cykl kwasu cytrynowego jest powiązany z wieloma szlakami metabolicznymi. Związki biorące udział w cyklu mogą być zarówno metabolitami końcowymi szlaków katabolicznych, jak i związkami rozpoczynającymi szlaki anaboliczne. Reakcje cyklu umożliwiają przeprowadzanie oksydacji acetylo-CoA pochodzącego z rozkładu węglowodanów oraz kwasów tłuszczowych. Po dezaminacji do cyklu mogą być włączane także szkielety węglowe wielu aminokwasów. Metabolity cyklu są też początkowymi substratami w glukoneogenezie, syntezie kwasów tłuszczowych oraz w wyniku reakcji transaminacji przekształcane są w aminokwasy białkowe. Ze względu na podwójną rolę, czyli udział w procesach syntezy związków organicznych w rekcjach ich oksydacji, cykl kwasu cytrynowego zaliczany jest do szlaków amfibolicznych[1].

Uczestniczący w cyklu szczawiooctan jest związkiem wyjściowym do syntezy aminokwasów, puryn, pirymidyn i innych związków. Bursztynylo-CoA jest substratem w syntezie porfiryny, hemu i chlorofilu. α-Ketogrlutaran umożliwia wytworzenie aminokwasów, w pierwszej kolejności glutaminianu, a pośrednio również puryn. Z cytrynianu wytwarzane są kwasy tłuszczowe i sterole. Gdy związki pośrednie cyklu zostaną zużyte do biosyntezy, konieczne jest ich uzupełnienie w celu podtrzymania reakcji cyklu. Utrzymanie odpowiedniego poziomu szczawiooctanu zapewnia karboksylaza pirogronianowa. Enzym umożliwia syntezę szczawiooctanu z pirogronianu, CO2. Do przeprowadzenia reakcji konieczne jest również ATP i H2O. Ze względu na cykliczność reakcji uzupełnienie szlaku zapewnia dostarczenie dowolnego związku w nim uczestniczącego. Reakcje umożliwiające uzupełnienie komponentów szlaku metabolicznego nazywane są reakcjami anaplerotycznymi.[2].

Przebieg[edytuj | edytuj kod]

Substraty[edytuj | edytuj kod]

Głównym substratem cyklu kwasu cytrynowego jest acetylo-CoA (CoASAc). Może on pochodzić z różnych źródeł. Zwykle powstaje z pirogronianu (produktu glikolizy) w reakcji katalizowanej przez kompleks dehydrogenazy pirogronianowej w mitochondrium. Stanowi także produkt β-oksydacji kwasów tłuszczowych.

Drugim substratem pierwszej reakcji cyklu jest szczawiooctan, odnawiany przez sam cykl, w razie niedoboru wytwarzany także dzięki reakcjom anaplerotycznym. Jego powstawanie z pirogronianu stymuluje sam acetylo-CoA, pobudzając karboksylazę pirogronianową. Związek ten może powstać także na drodze transaminacji z odpowiedniego aminokwasu: kwasu asparaginowego.

Cykl kwasu cytrynowego
Cząsteczka Enzym Typ reakcji Substraty/
Koenzymy
Produkty/
Koenzymy
Szczawiooctan
+ Acetylo-CoA
Syntaza cytrynianowa Kondensacja H2O CoASH + H+
Cytrynian Akonitaza Dehydratacja H2O
cis-Akonitan Akonitaza Hydratacja H2O
Izocytrynian Dehydrogenaza izocytrynianowa Utlenianie NAD+ NADH + H+
Szczawiobursztynian Dehydrogenaza izocytrynianowa Dekarboksylacja H+ CO2
α-Ketoglutaran Dehydrogenaza
α-ketoglutaranowa
Dekarboksylacja oksydacyjna NAD+ +
CoA-SH
NADH + H+
+ CO2
bursztynylo-CoA Tiokinaza bursztynianowa Hydroliza GDP
+ P
GTP +
CoA-SH
bursztynian Dehydrogenaza bursztynianowa Utlenianie FAD FADH2
Fumaran Fumaraza Addycja (H2O) H2O
L-Jabłczan Dehydrogenaza jabłczanowa Utlenianie NAD+ NADH + H+
Szczawiooctan

Synteza cytrynianu[edytuj | edytuj kod]

ΔG'° = −31,4 kJ/mol
Budowa syntazy cytrynianowej[3]

W pierwszej reakcji cyklu acetylo-CoA łączy się ze szczawiooctanem. Reakcja kondensacji katalizowana jest przez syntazę cytrynianową. W efekcie tworzy się cytrynylo-CoA, który rozpada się na wolny koenzym A (CoASH) i cytrynian[1]. Ten ostatni jest związkiem sześciowęglowym. U ssaków syntaza cytrynianowa (EC 2.3.3.1) jest dimerem składającym się z dwóch takich samych podjednostek o masie 49 kDa. Miejsca aktywne enzymu znajdują się w szczelinie pomiędzy podjednostkami. Jako pierwsza do enzymu przyłączana jest cząsteczka szczawiooctanu, indukując zmiany konformacyjne umożliwiające przyłączenie acetylo-CoA. W wyniku bliskiego zestawienia obu związków, polaryzacji wiązań oraz odpowiedniej orientacji przestrzennej dochodzi do reakcji kondensacji. Kluczowa dla zajścia reakcji jest obecność w centrum reakcji His-274 oddającej proton na tlen grupy karbonylowej acetylo-CoA oraz Asp-375 usuwającej proton z grupy metylowej. His-320 oddaje proton na atom węgla grupy karbonylowej szczawiooctanu, aktywując go. Oddziaływanie enolu acetylo-CoA z węglem grupy karbonylowej szczawiooctanu prowadzi do powstania wiązania C-C. Powstały cytrynylo-CoA indukuje zmiany konformacyjne i zamknięcie centrum aktywnego. Dzięki ponownemu przekazaniu protonu przez His-274 tioester ulega hydrolizie. Jako pierwszy od enzymu odłączany jest CoA, a następnie cytrynian. Takie działanie enzymu gwarantuje zajście jedynie hydrolizy cytrynylo-CoA, wykluczając hydrolizę acetylo-CoA, który nie może zostać przyłączony do enzymu, jeśli nie jest on już związany ze szczawiooctanem[2].

Inhibitorami tego etapu są ATP (gdyż jego obecność świadczy o mniejszym zapotrzebowaniu energetycznym komórki) oraz acyli-CoA o długich łańcuchach alifatycznych (są to reszty kwasów tłuszczowych).

Izomeryzacja[edytuj | edytuj kod]

ΔG'° = +6,3 kJ/mol
Budowa akonitazy[4]

Cytrynian powstały w poprzedniej reakcji zazwyczaj nie jest przekazywany do środowiska wodnego macierzy mitochondrialnej, ale przechodzi od razu do kolejnego enzymu: akonitazy, czyli hydratazy akonitanowej. Zjawisko to zwane jest chanellingiem. Zwiększa to znacznie szybkość reakcji, bowiem enzym nie musi czekać, aż substrat się na niego „natknie”, ale rozpoczyna katalizę swej reakcji natychmiast po zakończeniu poprzedniej. Poza tym dzięki temu dwie identyczne grupy -CH2COO są rozróżniane przez enzym: reakcji zawsze będzie ulegała ta pochodząca od szczawiooctanu. Jeśli zaś akonitaza jest wysycona, cytrynian przechodzi do cytoplazmy, gdzie rozpada się na związki, z których powstał. Dzięki temu nadmiar acetylo-CoA może zostać użyty do przebiegającej tam syntezy kwasów tłuszczowych.

Akonitaza (EC 4.2.1.3) przeprowadza w pierwszym etapie odłączenie cząsteczki wody od cytrynianu. W wyniku dehydratacji powstaje wiązanie podwójne w cis-akonitanie. Metabolit ten ulega w drugim etapie rehydratacji. Przyłączenie ponownie cząsteczki wody, ale tym razem grupą hydroksylową zostaje podstawiony 2., a nie 3. atom C, prowadzi do powstania izocytrynianu[1]. Akonitaza należy do białek żelazowo-siarkowych. Zawiera centrum żelazo-siarkowe 4Fe-4S[5]. Jeden z atomów żelaza wiąże się z grupą karboksylową i grupą hydroksylową cytrynianu. Trzy z atomów żelaza łączą się z trzema atomami siarki cysteiny[6]. W probówce reakcja izomeryzacji przebiegałaby w odwrotną stronę, wobec czego in vivo zachodzić musi nieustanne dostarczanie substratu i usuwanie produktu, co wymusza prawidłowy przebieg.

Etap ten blokowany jest przez fluorocytrynian, który może być produktem syntazy cytrynianowej, gdy zamiast reszty acetylowej dołączy ona resztę fluoroacetylową do szczawiooctanu[1].

Pierwsze utlenienie i dekarboksylacja[edytuj | edytuj kod]

ΔG'° = −8,4 kJ/mol
Budowa dehydrogenazy izocytrynianowej u Escherichia coli[7]

Izocytrynian zostaje utleniony przy użyciu NAD+ przez dehydrogenazę izocytrynianową (EC 1.1.1.42). Grupa hydroksylowa zostaje przekształcona w karbonylową. W ten sposób powstaje szczawiobursztynian. Związek ten, będąc β-ketokwasem, ulega dekarboksylacji, zanim jeszcze odłączy się od enzymu. Produkty tej reakcji to dwutlenek węgla oraz α-ketoglutaran. Do przeprowadzenia reakcji niezbędna jest obecność jonów Mn2+ lub Mg2+[1]. Izocytrynian przyłączany jest do enzymu w centrum aktywnym składającym się z około ośmiu aminokwasów za pomocą wiązań wodorowych. Aminokwasy centrum aktywnego to zwykle tyrozyna, asparagina, seryna, arginina, arginina, tyrozyna, arginina i lizyna. Ich pozycja w szkielecie może być różna. Za pomocą wiązań wodorowych wiązany jest także jon metalu (Mg2+ lub Mn2+). Wiązania jonu metalu zapewniają reszty asparaginowe. Do centrum aktywnego przyłączany jest też NAD+ lub NADP+. Połączenie następuje dzięki czterem regionom najczęściej określanych jako grupy [250-260], [280-290], [300-330] i [365-380] aminokwasów. Produktami reakcji są pięciowęglowy α-ketoglutaran, CO2 oraz NADH[8].

Oksydacyjna dekarboksylacja[edytuj | edytuj kod]

ΔG'° = −30,1 kJ/mol
Kompleks dehydrogenazy α-ketoglutaranowej u Escherichia coli[9]

Α-ketoglutaran ulega oksydacyjnej dekarboksylacji analogicznej do reakcji, w której substratem jest pirogronian. Tym razem proces katalizuje kompleks dehydrogenazy α-ketoglutaranowej (EC 1.2.4.2)[1]. Kompleks składa się z trzech części, dehydrogenazy/dekarboksylazy α-ketoglutaranowej (E1), bursztynylotransferazy (E2) dehydrogenazy dihydroliponianowej (E3)[10]. Utlenianie i dekarboksylacja podobnie jak w przypadku pirogronianu wymaga następujących kofaktorów[1]:

Powstający NADH ulega następnie utlenieniu w reakcjach łańcucha oddechowego.


Fosforylacja substratowa[edytuj | edytuj kod]

ΔG'° = −3,3 kJ mol−1
Budowa syntetazy bursztynylo-CoA u Sus scrofa[11]

Bursztynylo-CoA, zawiera wiązanie wysokoenergetyczne i zostaje wykorzystany do przeprowadzenia fosforylacji substratowej przy użyciu fosforanu nieorganicznego. Katalizujący ten proces enzym nazywany jest syntetazą sukcynylo-CoA albo tiokinazą bursztynianową[1]. U roślin występuje syntetaza sukcynylo-CoA ATP-specyficzna (A-SCS EC 6.2.1.4). Obecność enzymu specyficznego wobec ATP stwierdzono także u Escherichia coli, szersze badania wskazują, że w królestwie bakterii enzymy syntetazy sukcynylo-CoA wykazują różną specyficzność w zależności od gatunku. Przez ponad 40 lat powszechnie akceptowano model, w którym w tkankach zwierzęcych występuje tylko syntetaza sukcynylo-CoA GTP-specyficzna (G-SCS EC 6.2.1.4). Badania z zastosowaniem związków znakowanych izotopowo wykazały, że syntetaza sukcynylo-CoA ATP-specyficzna (A-SCS) również występuje powszechnie w królestwie zwierząt[12]. Enzym zbudowany jest z dwóch podjednostek α i β, które u ssaków funkcjonują jako heterodimer[13], a u Escherichia coli jako heterotetramer α2β2[14]. Wykazano, że w tkankach wykazujących metabolizm anaboliczny (wątroba, nerki) dominującą formą jest enzym specyficzny wobec GTP[15]. W komórkach przeprowadzających proces glukoneogenezy i w związku z tym potrzebujących GTP (wykorzystywanego przez karboksykinazę fosfoenolopirogronianową) występuje także drugi izoenzym – fosforylujący GDP. W tkankach charakteryzujących się metabolizmem katabolicznym (mózg, mięśnie) dominuje forma specyficzna wobec ATP. Wiąże się z tym pewien rodzaj regulacji glukoneogenezy. Mianowicie odnawianie puli glukozy ma sens tylko, kiedy ładunek energetyczny jest dość duży. Jeśli cykl Krebsa dostarczałby zbyt mało energii, produkowałby też mało GTP i ograniczałby glukoneogenezę.

Reakcja przeprowadzana przez syntetazę sukcynylo-CoA rozpoczyna się od zamiany koenzymu A na resztę ortofosforanową. Powstaje bursztynylofosforan, z którego fosforan przenoszony jest za pośrednictwem reszty histydynowej na difosforan nukleozydu. Efektem jest powstanie trifosforanu nukleozydu. Pierwszy etap rekcji zachodzi na podjednostce α, a difosforan nukleozydu łączy się z podjednostką β. Reakcja katalizowana przez enzym jest odwracalna[2].

W reakcji oprócz trójfosforanu puryny powstają wolny koenzym A i bursztynian.

Utlenienie bursztynianu[edytuj | edytuj kod]

ΔG'° = 0 kJ/mol
Budowa dehydrogenazy bursztynianowej u Escherichia coli[16]

Bursztynian ulega odwodornieniu katalizowanemu przez dehydrogenazę bursztynianową (EC 1.3.5.1). W wyniku reakcji redukcji ulega dinukleotyd flawinoadeninowy (FAD) oraz powstaje fumaran[1]. Energia swobodna reakcji nie jest wystarczająca do zredukowania NAD+, dlatego akceptorem atomów wodoru jest FAD. Dinukleotyd flawinoadeninowy jest połączony z enzymem wiązaniem kowalencyjnym przez histydynę[2]. Odmiennie do innych enzymów cyklu Krebsa dehydrogenaza bursztynianowa jest integralnym białkiem wewnętrznej błony mitochondrialnej, jest jednocześnie drugim kompleksem przenośników elektronów łańcucha oddechowego[17]. W mitochondriach ssaków oraz u licznych bakterii enzym składa się z czterech podjednostek o masach 70, 30, 15 i 13 kDa. Dwie podjednostki (SDHA i SDHB) mają charakter hydrofilowy. Pierwsza z nich jest flawoproteiną, a druga zawiera trzy różne rodzaje centrów żelazo-siarkowych: [2Fe-2S], [4Fe-4S] i [4Fe-3S]. Dwie pozostałe podjednostki (SDHC i SDHD) mają charakter hydrofobowy i kotwiczą białko w błonie[18]. Thr254, His354 i Arg399 podjednostki A stabilizują cząsteczkę FAD. Na tej samej podjednostce znajduje się miejsce wiązania bursztynianu[19]. Miejsce wiązania ubichinonu odbierającego elektrony znajduje się pomiędzy podjednostkami B, C i D, A w wiązaniu ubichinonu uczestniczą His207 z podjednostki B, Ser27 i Arg31 z podjednostki C i Tyr83 z podjednostki D[20].

Przyłączenie cząsteczki wody[edytuj | edytuj kod]

ΔG'° = −3,8 kJ/mol
Budowa fumarazy u Saccharomyces cerevisiae[21]

Fumaran, do którego przyłącza się cząsteczka wody, zawiera wiązanie podwójne węgiel-węgiel w konfiguracji trans. Reakcję tę katalizuje fumaraza nazywana także hydratazą fumaranową (EC 4.2.1.2). W rezultacie powstaje L-jabłczan[1][22]. Fumaraza jest tetramerem o masie 200 kDa składajacym się z identycznych podjednostek[23][24]. Ponieważ oba końce cząsteczki fumaranu są nieodróżnialne, grupa hydroksylowa jabłczanu może znajdować się zarówno przy atomie węgla pochodzącym ze szczawiooctanu, jak i przy dostarczonym przez acetylo-CoA.

Odtworzenie szczawiooctanu[edytuj | edytuj kod]

ΔG'° = +29,7 kJ/mol
Budowa dehydrogenazy jabłczanowej u Thermus flavus[25]

L-jabłczan ulega w ostatniej reakcji cyklu utlenieniu z odtworzeniem szczawiooctanu, który może przyłączyć kolejną resztę acetylową. Proces ten katalizuje dehydrogenaza jabłczanowa (MDH, EC 1.1.1.37), enzym wymagający obecności dinukleotydu nikotynoamidoadeninowego (NAD+), ulegającego redukcji do NADH[1][26]. Budowa enzymu jest podobna u archeanów, eubakterii, grzybów, roślin i ssaków. Enzym jest homodimerem lub homotetramerem składającym się z podjednostek o masie 30-35 kDa[27][26]. Jabłczan łączy się z centrum aktywnym enzymu przy udziale His-195, Asp-168, które uczestniczą w przeniesieniu protonu oraz Arg-102, Arg-109, Arg-171, stabilizujących substrat[28].

Substratem dla tego specyficznego biokatalizatora jest jedyny wytwarzany w żywych organizmach izomer L jabłczanu. Otrzymany sztucznie enancjomer D nie jest rozpoznawany przez białko.

Organizacja enzymów cyklu Krebsa[edytuj | edytuj kod]

Większość enzymów katalizujących reakcje cyklu Krebsa to białka rozpuszczone w macierzy mitochondrialnej. Ich rozmieszczenie nie jest jednak przypadkowe. Enzymy tworzą duże kompleksy białkowe[29]. Luźno związany wieloenzymatyczny klaster tworzony jest przez fumarazę, dehydrogenazę jabłczanową, syntazę cytrynianową, akonitazę oraz dehydrogenazę izocytrynianową[30]. Nietrwały kompleks enzymów przeprowadzających kolejne reakcje szlaku metabolicznego określany jest nazwą metabolon[31]. Wieloenzymatyczny klaster enzymów może być rozbity za pomocą ultradźwięków[30].

Regulacja cyklu kwasu cytrynowego[edytuj | edytuj kod]

Dehydrogenaza pirogronianowa[edytuj | edytuj kod]

Cykl kwasu cytrynowego jako ważny szlak metaboliczny umożliwiający zarówno utlenianie związków organicznych, jak i syntezę wielu substratów do biosyntez, musi podlegać ścisłej kontroli. Regulacja zachodzenia cyklu odbywa się w kilku punktach. Krytycznym punktem decydującym o dostarczeniu substratu do cyklu jest kompleks dehydrogenazy pirogronianowej. Regulacji podlega kilka enzymów kompleksu. Dehydrogenaza pirogronianowa (E1) jest hamowana w wyniku fosforylacji przez specyficzną kinazę, w sytuacji gdy zwiększa się w komórce stosunek NADH/NAD+, acetylo-CoA/CoA lub ATP/ADP. Dodatkowo fosforylacji ulega również drugi element kompleksu, acetylotransferaza (E2). Na aktywność tego elementu wpływa również hamująco podwyższone stężenie acetylo-CoA. Trzeci element kompleksu – dehydrogenaza dihydroliponianowa (E3) – hamowany jest przez NADH. Obniżenie stosunku związków dostarczających energię komórce prowadzi do defosforylacji dehydrogenazy pirogronianowej przez specyficzną fosfatazę[2].

Dehydrogenaza izocytrynianowa[edytuj | edytuj kod]

Enzymem stanowiącym punkt kontrolny w samym cyklu jest dehydrogenaza izocytrynianowa stymulowana allosterycznie przez ADP. Aktywność enzymu wzrasta również pod wpływem NAD+ oraz jonów Mg2+. Wzrost poziomu NADH oraz ATP prowadzi do zahamowania aktywności enzymu[2].

Dehydrogenaza α-ketoglataranowa[edytuj | edytuj kod]

Drugim enzymem cyklu stanowiącym punkt kontrolny jest dehydrogenaza α-ketoglataranowa. Jej aktywność ulega zahamowaniu, gdy wzrasta stężenie produktów katalizowanej reakcji – bursztynylo-CoA i NADH. Enzym jest hamowany także w sytuacji wysokiego poziomu ATP w komórce[2].

Dehydrogenaza jabłczanowa[edytuj | edytuj kod]

Aktywność dehydrogenazy jabłczanowej jest stymulowana przez wysokie stężenie jabłczanu i hamowana przez podwyższone stężenia szczawiooctanu[32]. Enzym jest też regulowany allosterycznie przez cytrynian. Związek ten hamuje utlenianie jabłczany przy niskich stężeniach NAD+ i jabłczany oraz stymuluje wytwarzanie szczawiooctanu przy wysokich stężeniach NAD+ i jabłczanu[33].

Syntaza cytrynianowa[edytuj | edytuj kod]

W komórkach prokariotycznych miejscem regulacji jest dodatkowo syntaza cytrynianowa hamowana allosterycznie przez ATP[2].

Ewolucja[edytuj | edytuj kod]

Prawdopodobnie fragmenty cyklu kwasów trikarboksylowych powstały u prokariotów żyjących na Ziemi, gdy atmosfera była jeszcze pozbawiona tlenu. Wyniki badań wskazują, że takie fragmenty cyklu metabolicznego uczestniczyły w biosyntezie związków niezbędnych do działania komórki[34]. Pomimo istnienia innych możliwości utleniania związków organicznych szereg reakcji cyklu Krebsa zapewnia organizmom optymalne wykorzystanie energii i wytworzenie największej możliwej liczby moli ATP[35]. Utlenienie octanu w cyklu jest około dwóch razy bardziej efektywne niż inne istniejące w przyrodzie drogi utleniania związków organicznych. W efekcie w wyniku ewolucji cykl Krebsa stał się dominującym szlakiem służącym pozyskiwaniu energii użytecznej metabolicznie[36]. Efektywność energetyczna cyklu oraz wszechstronny udział w syntezie i degradacji związków organicznych wskazują, że cykl mógł niezależnie powstawać wielokrotnie[34]. Optymalne wykorzystanie energii związków organicznych jest możliwe dzięki odpowiedniej lokalizacji reakcji i wzajemnym powiązaniom pomiędzy glikolizą, cyklem Krebsa i fosforylacją oksydacyjną[37].

Historia[edytuj | edytuj kod]

Sir Hans Adolf Krebs

Cykl reakcji umożliwiających utlenienie acetylo-CoA opisał w roku w roku 1937 sir Hans Adolf Krebs[38]. Za odkrycie cyklu kwasów trikaboksylowych otrzymał Nagrodę Nobla w dziedzinie medycyny lub fizjologii w roku 1953[39]. Nagroda została przyznana wspólnie Hansowi Krebsowi oraz Fritzowi Lipmanowi. Drugi z naukowców zastał nagrodzony za odkrycie i opisanie roli koenzymu A[40]. Obaj naukowcy urodzili się i kształcili w Niemczech przed II wojną światową. Razem pracowali w laboratorium Otto Meyerhofa i Otto Warburga. W wyniku prześladowań Żydów wyemigrowali, Krebs kontynuował pracę naukową w Wielkiej Brytanii, a Lipmann w Stanach Zjednoczonych[41]. W roku 1935 Hans Krebs został mianowany wykładowcą farmakologii na Uniwersytecie w Sheffield. Stworzył zespół, w skład którego weszli Leonard V. Eggleston i W.A. Johnson. Członkowie zespołu brali udział w badaniach nad utlenianiem kwasów trikarboksylowych w komórkach mięśni. W trakcie badań dowiedli, że bursztynian może być utleniany do szczawiooctanu, 2-oksoglutaran powstaje z cytrynianu, a cytrynian powstaje z pirogronianu i szczawiooctanu[42]. Rękopis zawierający opis cyklu złożył początkowo do publikacji w czasopiśmie „Nature”. Artykuł nie został jednak przyjęty do druku. Ostatecznie ukazał się w czasopiśmie „Enzymologia”[2].

Zaburzenia metabolizmu związane z cyklem Krebsa[edytuj | edytuj kod]

Z aktywnością enzymów cyklu Krebsa związana jest choroba beri-beri oraz zatrucia rtęcią i arsenem. Beri-beri to zaburzenie, którego przyczyną jest brak tiaminy. Pirofosforan tiaminy (TPP) jest grupą prostetyczną trzech enzymów niezbędnych do zachodzenia cyklu: dehydrogenazy pirogronianowej, dehydrogenazy α-ketoglutaranowej i transketolazy. Niedobór tego związku powoduje zaburzenia neurologiczne ze względu na wykorzystanie jako substratu oddechowego w komórkach nerwowych wyłącznie glukozy. Pirogronian powstający w glikolizie może wejść do cyklu Krebsa wyłącznie dzięki dehydrogenazie pirogronianowej. Jej upośledzenie oznacza niedobór energii w komórkach. Związki rtęci i arsenu wykazują silne powinowactwo do grup hydrosulfidowych enzymów kompleksu dehydrogenazy pirogronianowej. Zahamowanie aktywności enzymu podobnie jak w przypadku beri-beri prowadzi do zaburzeń neurologicznych[2].

Zobacz też[edytuj | edytuj kod]

Bibliografia[edytuj | edytuj kod]

  1. 1,00 1,01 1,02 1,03 1,04 1,05 1,06 1,07 1,08 1,09 1,10 Peter A. Mayes, Cykl kwasu cytrynowego. Katabolizm acetylo-CoA.. W: Robert K. Murray, Daryl K. Granner, Peter A. Mayes, Victor William Rodwell, Harold A. Harper: Biochemia Harpera. Warszawa: Wydawnictwo Lekarskie PZWL, 1995, s. 198-207. ISBN 83-200-1798-X.
  2. 2,0 2,1 2,2 2,3 2,4 2,5 2,6 2,7 2,8 2,9 Cykl kwasy cytrynowego. W: Jeremy Mark Berg, John L Tymoczko, Lubert Stryer, Neil D Clarke: Biochemia. Warszawa: Wydawnictwo Naukowe PWN, 2007, s. 465-490. ISBN 978-83-01-14379-4.
  3. K.C. Usher, S.J. Remington, D.P. Martin, D.G. Drueckhammer. A very short hydrogen bond provides only moderate stabilization of an enzyme-inhibitor complex of citrate synthase. „Biochemistry”. 33 (25), s. 7753-7759, 1994. doi:10.1021/bi00191a002. PMID 8011640. 
  4. H. Lauble, C.D. Stout. Steric and conformational features of the aconitase mechanism. „Proteins”. 22 (1), s. 1-11, 1995. doi:10.1002/prot.340220102. PMID 7675781. 
  5. A.H. Robbins, C.D. Stout. Structure of activated aconitase: formation of the [4Fe-4S] cluster in the crystal. „Proc Natl Acad Sci U S A”. 86 (10), s. 3639-43, May 1989. PMID 2726740. 
  6. H. Lauble, M.C. Kennedy, H. Beinert, C.D. Stout. Crystal structures of aconitase with isocitrate and nitroisocitrate bound. „Biochemistry”. 31 (10), s. 2735-48, Mar 1992. PMID 1547214. 
  7. A.D. Mesecar, B.L. Stoddard, D.E. Koshland. Orbital steering in the catalytic power of enzymes: small structural changes with large catalytic consequences. „Science”. 277 (5323), s. 202-206, 1997. doi:10.1126/science.277.5323.202. PMID 9211842. 
  8. A.E. Fedøy, N. Yang, A. Martinez, H.K. Leiros i inni. Structural and functional properties of isocitrate dehydrogenase from the psychrophilic bacterium Desulfotalea psychrophila reveal a cold-active enzyme with an unusual high thermal stability. „J Mol Biol”. 372 (1), s. 130-49, Sep 2007. doi:10.1016/j.jmb.2007.06.040. PMID 17632124. 
  9. J.E. Knapp, D. Carroll, J.E. Lawson, S.R. Ernst i inni. Expression, purification, and structural analysis of the trimeric form of the catalytic domain of the Escherichia coli dihydrolipoamide succinyltransferase. „Protein Sci”. 9 (1), s. 37-48, 2000. doi:10.1110/ps.9.1.37. PMID 10739245. 
  10. V. Bunik, A.H. Westphal, A. de Kok. Kinetic properties of the 2-oxoglutarate dehydrogenase complex from Azotobacter vinelandii evidence for the formation of a precatalytic complex with 2-oxoglutarate. „Eur J Biochem”. 267 (12), s. 3583-91, Jun 2000. PMID 10848975. 
  11. M.E. Fraser, M.N. James, W.A. Bridger, W.T. Wolodko. Phosphorylated and dephosphorylated structures of pig heart, GTP-specific succinyl-CoA synthetase. „J Mol Biol”. 299 (5), s. 1325-1339, 2000. doi:10.1006/jmbi.2000.3807. PMID 10873456. 
  12. J.D. Johnson, J.G. Mehus, K. Tews, B.I. Milavetz i inni. Genetic evidence for the expression of ATP- and GTP-specific succinyl-CoA synthetases in multicellular eucaryotes. „J Biol Chem”. 273 (42), s. 27580-6, Oct 1998. PMID 9765291. 
  13. J.S. Nishimura. Succinyl-CoA synthetase structure-function relationships and other considerations. „Adv Enzymol Relat Areas Mol Biol”. 58, s. 141-72, 1986. PMID 3521216. 
  14. W.T. Wolodko, C.M. Kay, W.A. Bridger. Active enzyme sedimentation, sedimentation velocity, and sedimentation equilibrium studies of succinyl-CoA synthetases of porcine heart and Escherichia coli. „Biochemistry”. 25 (19), s. 5420-5, Sep 1986. PMID 3535876. 
  15. D.O. Lambeth, K.N. Tews, S. Adkins, D. Frohlich i inni. Expression of two succinyl-CoA synthetases with different nucleotide specificities in mammalian tissues. „J Biol Chem”. 279 (35), s. 36621-4, Aug 2004. doi:10.1074/jbc.M406884200. PMID 15234968. 
  16. V. Yankovskaya, R. Horsefield, S. Törnroth, C. Luna-Chavez i inni. Architecture of succinate dehydrogenase and reactive oxygen species generation. „Science”. 299 (5607), s. 700-704, 2003. doi:10.1126/science.1079605. PMID 12560550. 
  17. K.S. Oyedotun, B.D. Lemire. The quaternary structure of the Saccharomyces cerevisiae succinate dehydrogenase. Homology modeling, cofactor docking, and molecular dynamics simulation studies. „J Biol Chem”. 279 (10), s. 9424-31, Mar 2004. doi:10.1074/jbc.M311876200. PMID 14672929. 
  18. E. Tomitsuka, H. Hirawake, Y. Goto, M. Taniwaki i inni. Direct evidence for two distinct forms of the flavoprotein subunit of human mitochondrial complex II (succinate-ubiquinone reductase). „J Biochem”. 134 (2), s. 191-5, Aug 2003. PMID 12966066. 
  19. W.C. Kenney. The reaction of N-ethylmaleimide at the active site of succinate dehydrogenase. „J Biol Chem”. 250 (8), s. 3089-94, Apr 1975. PMID 235539. 
  20. R. Horsefield, V. Yankovskaya, G. Sexton, W. Whittingham i inni. Structural and computational analysis of the quinone-binding site of complex II (succinate-ubiquinone oxidoreductase): a mechanism of electron transfer and proton conduction during ubiquinone reduction. „J Biol Chem”. 281 (11), s. 7309-16, Mar 2006. doi:10.1074/jbc.M508173200. PMID 16407191. 
  21. T. Weaver, M. Lees, V. Zaitsev, I. Zaitseva i inni. Crystal structures of native and recombinant yeast fumarase. „J Mol Biol”. 280 (3), s. 431-442, 1998. doi:10.1006/jmbi.1998.1862. PMID 9665847. 
  22. M. Mescam, K.C. Vinnakota, D.A. Beard. Identification of the catalytic mechanism and estimation of kinetic parameters for fumarase. „J Biol Chem”. 286 (24), s. 21100-9, Jun 2011. doi:10.1074/jbc.M110.214452. PMID 21498518. 
  23. M. Estévez, J. Skarda, J. Spencer, L. Banaszak i inni. X-ray crystallographic and kinetic correlation of a clinically observed human fumarase mutation. „Protein Sci”. 11 (6), s. 1552-7, Jun 2002. doi:10.1110/ps.0201502. PMID 12021453. 
  24. T. Genda, S. Watabe, H. Ozaki. Purification and characterization of fumarase from Corynebacterium glutamicum. „Biosci Biotechnol Biochem”. 70 (5), s. 1102-9, May 2006. PMID 16717409. 
  25. Tomita, T., Fushinobu, S., Kuzuyama, T., Nishiyama, M.: Structural basis for alteration of cofactor specificity of malate dehydrogenase from Thermus flavus. Structure summary page for the MMDB entry 88973, National Center for Biotechnology Information, 2005. [dostęp 2012-08-24].
  26. 26,0 26,1 P. Minárik, N. Tomásková, M. Kollárová, M. Antalík. Malate dehydrogenases--structure and function. „Gen Physiol Biophys”. 21 (3), s. 257-65, Sep 2002. PMID 12537350. 
  27. R.A. Musrati, M. Kollárová, N. Mernik, D. Mikulásová. Malate dehydrogenase: distribution, function and properties. „Gen Physiol Biophys”. 17 (3), s. 193-210, Sep 1998. PMID 9834842. 
  28. V.S. Lamzin, Z. Dauter, K.S. Wilson. Dehydrogenation through the looking-glass. „Nat Struct Biol”. 1 (5), s. 281-2, May 1994. PMID 7664032. 
  29. J.B. Robinson, P.A. Srere. Organization of Krebs tricarboxylic acid cycle enzymes in mitochondria. „J Biol Chem”. 260 (19), s. 10800-5, Sep 1985. PMID 4030772. 
  30. 30,0 30,1 S.J. Barnes, P.D. Weitzman. Organization of citric acid cycle enzymes into a multienzyme cluster. „FEBS Lett”. 201 (2), s. 267-70, Jun 1986. PMID 3086126. 
  31. C.G. Mitchell. Identification of a multienzyme complex of the tricarboxylic acid cycle enzymes containing citrate synthase isoenzymes from Pseudomonas aeruginosa. „Biochem J”. 313 (Pt 3), s. 769-74, Feb 1996. PMID 8611153. 
  32. T.R. Mullinax, J.N. Mock, A.J. McEvily, J.H. Harrison. Regulation of mitochondrial malate dehydrogenase. Evidence for an allosteric citrate-binding site. „J Biol Chem”. 257 (22), s. 13233-9, Nov 1982. PMID 7142142. 
  33. J.L. Gelpí, A. Dordal, J. Montserrat, A. Mazo i inni. Kinetic studies of the regulation of mitochondrial malate dehydrogenase by citrate. „Biochem J”. 283 (Pt 1), s. 289-97, Apr 1992. PMID 1567375. 
  34. 34,0 34,1 H. Gest. Evolutionary roots of the citric acid cycle in prokaryotes. „Biochem Soc Symp”. 54, s. 3-16, 1987. PMID 3332996. 
  35. E. Meléndez-Hevia, T.G. Waddell, M. Cascante. The puzzle of the Krebs citric acid cycle: assembling the pieces of chemically feasible reactions, and opportunism in the design of metabolic pathways during evolution. „J Mol Evol”. 43 (3), s. 293-303, Sep 1996. PMID 8703096. 
  36. J.E. Baldwin, H. Krebs. The evolution of metabolic cycles. „Nature”. 291 (5814), s. 381-2, Jun 1981. PMID 7242661. 
  37. O. Ebenhöh, R. Heinrich. Evolutionary optimization of metabolic pathways. Theoretical reconstruction of the stoichiometry of ATP and NADH producing systems. „Bull Math Biol”. 63 (1), s. 21-55, Jan 2001. doi:10.1006/bulm.2000.0197. PMID 11146883. 
  38. H. Kornberg, H. Krebs. Krebs and his trinity of cycles. „Nat Rev Mol Cell Biol”. 1 (3), s. 225-8, Dec 2000. doi:10.1038/35043073. PMID 11252898. 
  39. F.W. Leigh, H.A. Krebs. Sir Hans Adolf Krebs (1900-81), pioneer of modern medicine, architect of intermediary metabolism. „J Med Biogr”. 17 (3), s. 149-54, Aug 2009. doi:10.1258/jmb.2009.009032. PMID 19723965. 
  40. K. Sulek, H.A. Krebs, F.A. Lipmann. [Nobel prize to Hans Adolf Krebs for discovery of the citric acid cycle and to Fritz Albert Lipmann in 1953 for discovery of coenzyme A and its importance in intermediary metabolism]. „Wiad Lek”. 21 (23), s. 2187-9, Dec 1968. PMID 4884999. 
  41. J.M. Buchanan, H. Krebs, F. Lipmann. Biochemistry during the life and times of Hans Krebs and Fritz Lipmann. „J Biol Chem”. 277 (37), s. 33531-6, Sep 2002. doi:10.1074/jbc.R200019200. PMID 12070179. 
  42. D.H. Williamson, R. Krebs. Sir Hans Krebs (1900-1981). „Biochem J”. 204 (1), s. 1-2, Apr 1982. PMID 7052063. 

Linki zewnętrzne[edytuj | edytuj kod]