piRNA (biologia)

Z Wikipedii, wolnej encyklopedii
Skocz do: nawigacji, wyszukiwania
Ujednoznacznienie Ten artykuł dotyczy rodzaju RNA. Zobacz też: Pirna – miasto niemieckie.

piRNA (ang. piwi-interacting RNA) – niekodujące cząsteczki RNA (ncRNA; ang. noncoding RNA), wykazujące aktywność małych regulatorowych RNA (srRNA; ang. small regulatory RNA), które tworzą kompleksy z białkami piwi i biorą udział w epigenetycznych oraz post-transkrypcyjnych mechanizmach wyciszania retrotranspozonów i innych elementów genetycznych, związanych z przemieszczaniem się genów w procesie transpozycji[1][2]. Cząsteczki piRNA ulegają ekspresji w komórkach zwierząt, głównie w męskich komórkach płciowych, w procesie spermatogenezy[3]. Jedną z charakterystycznych cech cząsteczek piRNA jest ich największa długość (26-31 nukleotydów) spośród znanych klas małych, niekodujących, regulatorowych RNA takich jak: siRNA (ang. small interfering RNA), tasiRNA (ang. trans-acting small interfering RNA), rasiRNA (ang. repeat-associated small interfering RNA), tncRNA (ang. tiny noncoding RNA), miRNA (mikroRNA) oraz saRNA (ang. small activating RNA)[1][2][4]. Szlak syntezy i dojrzewania piRNA jest słabo poznany (stan wiedzy z roku 2012). Wykazano, że różni się on istotnie od biosyntezy cząsteczek miRNA i siRNA, prezentując jednak wiele podobieństw do szlaku syntezy małych interferujących czynników trans-rasiRNA, które mogą stanowić podklasę piRNA[5].

Charakterystyczne cechy piRNA[edytuj | edytuj kod]

Struktura piRNA
  • długość między 26 a 32 nukleotydów[1]
  • biogeneza niezależna od białka dicer, amplifikacja piRNA wg modelu „ping-pong”
  • tworzenie kompleksów piRNA-białka piwi: HILI, HIWI1, HIWI2 (człowiek), MILI, MIWI, MIWI2 (mysz), Piwi, Aubergine, Ago3 (muszka owocowa), RG-1 (nicień Caenorhabditis elegans)[1]
  • udział w wyciszaniu transpozonów i powtórzeń DNA, u ssaków także w metylacji DNA sekwencji transpozonowych
  • brak wspólnego motywu sekwencji (niski konserwatyzm sekwencyjny)[1]
  • brak wspólnego motywu II-rzędowej struktury przestrzennej cząsteczek[6]
  • piRNA zidentyfikowano w komórkach zwierząt: bezkręgowców i kręgowców[1],
  • różne gatunki charakteryzuje często odmienna biogeneza i różny model działania, przy zachowaniu tej samej funkcji cząsteczek piRNA[1],
  • jak dotąd (2012), w komórkach ssaczych poznano setki tysięcy różnych piRNA, a powstanie tak dużej liczby tych cząsteczek może być związane z niewielkim konserwatyzmem sekwencji tych cząsteczek[7], gdzie w komórkach myszy opisano ponad 50 000 a w komórkach muszki owocowej ponad 13 000 różnych sekwencji piRNA[8]
  • cząsteczki piRNA podlegają często modyfikacjom zarówno od 5’ jak i 3’ końca, co tłumaczy się zwiększeniem ich trwałości i stabilności w komórkach[9]
  • 5’ koniec piRNA zakończony jest nukleotydem urydynowym (U) zarówno w przypadku kręgowców, jak i bezkręgowców[1],
  • cząsteczki piRNA w komórkach nicienia Caenorhabditis elegans zawierają monofosforan na końcu 5', natomiast 3’ koniec nici podlega modyfikacji, która blokuje gupę hydroksylową w pozycji 2’ lub 3’ rybozy[10]
  • obecność modyfikacji posttranskrypcyjnej, 2'-O-metylo-RNA, na 3’ końcu cząsteczek piRNA potwierdzono w komórkach muszki owocowej[11], komórkach ryby Danio[12], komórkach myszy[13], jak również komórkach szczura[12].

Lokalizacja komórkowa[edytuj | edytuj kod]

Sekwencje piRNA znaleziono w całym genomie, w klastrach zawierających kilka do kilku tysięcy piRNA, tworzących ciągi sekwencji o długości od 1-100 000 par zasad[1][14]. Co ciekawe, w przeciwieństwie do samej sekwencji piRNA, klastry piRNA wykazują znaczny konserwatyzm między różnymi gatunkami zwierząt[1][15][16]. W ssakach, piRNA znaleziono zarówno w komórkach jądrer[17] jak i jajników[18] chociaż badania wskazują, że ekspresja piRNA jest niezbędna tylko w przypadku spermatogenezy[3]. W przypadku bezkręgowców, obecność piRNA stwierdzono zarówno w komórkach rozrodczych męskich jak i żeńskich[12][7]. Na poziomie komórkowym, piRNA zlokalizowano zarówno w obrębie jądra komórkowego jak i cytoplazmy, co sugeruje że biosynteza i funkcja piRNA może być rozdzielona przestrzennie[19][5][20].

Biogeneza[edytuj | edytuj kod]

Mechanizm powstawania piRNA nie jest jeszcze poznany, do tej pory (2012) nie zidentyfikowano żadnych dwuniciowych prekursorów tych cząsteczek. Według jednego z modeli piRNA mogą powstawać z długich transkryptów trawionych na krótkie fragmenty. Długość piRNA sugeruje jednak, że w ich tworzenie nie jest zaangażowana rybonukleaza Dicer. Po raz pierwszy piRNA zidentyfikowano w kompleksach z białkiem Miwi i Riwi (mysie i szczurze odpowiedniki ludzkiego Piwi). Zazwyczaj tylko jedna z nici DNA koduje piRNA, może się jednak zdarzyć, że są one także kodowane na drugiej, komplementarnej nici ref name=Molecular/>. Biogeneza piRNA jest wysoce konserwatywna, jednak sekwencyjnie piRNA nie są zachowawcze. Wspiera to model, według którego piRNA wpływają na ekspresję tych samych loci, z których powstają[21].

Funkcja[edytuj | edytuj kod]

Rodzina białek Piwi uczestniczy w mejozie i podtrzymaniu linii zarodkowych komórek macierzystych, jednak ich rola nie jest jeszcze w pełni znana. Jak dotąd, funkcja piRNA nie została poznana. Jednakże prawdopodobna wydaje się być hipoteza, iż uczestniczą one w gameto genezie[22].

Linki zewnętrzne[edytuj | edytuj kod]

  • piRNA Bank źródło sklasyfikowanych i sklasteryzowanych cząsteczek piRNA
  • proTRAC - program do wyszukiwania i wizualizacji klastrów piRNA

Przypisy

  1. 1,0 1,1 1,2 1,3 1,4 1,5 1,6 1,7 1,8 1,9 Taking a Peak at Piwi RNAs. „Cell”. 126 (2), s. 223, 2006. doi:10.1016/j.cell.2006.07.012. 
  2. 2,0 2,1 AG. Seto, RE. Kingston, NC. Lau. The coming of age for Piwi proteins. „Mol Cell”. 26 (5), s. 603-609, 2007. doi:10.1016/j.molcel.2007.05.021. PMID 17560367. 
  3. 3,0 3,1 MC. Siomi, K. Sato, D. Pezic, AA. Aravin. PIWI-interacting small RNAs: the vanguard of genome defence. „Nat Rev Mol Cell Biol”. 12 (4), s. 246-258, 2011. doi:10.1038/nrm3089. PMID 21427766. 
  4. A. Tymczewska, M. Figlerowicz. Nowe oblicze „świata RNA”. „Nauka”. 2, s. 93-109, 2009. 
  5. 5,0 5,1 C. Klattenhoff, W. Theurkauf. Biogenesis and germline functions of piRNAs.. „Development”. 135 (1), s. 3-9, 2008. doi:10.1242/dev.006486. PMID 18032451. 
  6. Kandhavelu M, Lammi C, Buccioni M, Dal Ben D, Volpini R, Marucci G. Existence of snoRNA, microRNA, piRNA characteristics in a novel non-coding RNA: x-ncRNA and its biological implication in Homo sapiens. „Journal of Bioinformatics and Sequence Analysis”. 1 (2), s. 31-40, 2009. 
  7. 7,0 7,1 PP. Das, MP. Bagijn, LD. Goldstein, JR. Woolford i inni. Piwi and piRNAs act upstream of an endogenous siRNA pathway to suppress Tc3 transposon mobility in the Caenorhabditis elegans germline. „Mol Cell”. 31 (1), s. 79-90, 2008. doi:10.1016/j.molcel.2008.06.003. PMID 18571451. 
  8. H. Lin, H. Yin, E. Beyret, S. Findley, W. Deng. The role of the piRNA pathway in stem cell self-renewal. „Developmental Biology”. 319 (2), s. 479, 2008. doi:10.1016/j.ydbio.2008.05.048. 
  9. CR. Faehnle, L. Joshua-Tor. Argonautes confront new small RNAs. „Curr Opin Chem Biol”. 11 (5), s. 569-77, 2007. doi:10.1016/j.cbpa.2007.08.032. PMID 17928262. 
  10. JG. Ruby, C. Jan, C. Player, MJ. Axtell i inni. Large-scale sequencing reveals 21U-RNAs and additional microRNAs and endogenous siRNAs in C. elegans. „Cell”. 127 (6), s. 1193-1207, 2006. doi:10.1016/j.cell.2006.10.040. PMID 17174894. 
  11. VV. Vagin, A. Sigova, C. Li, H. Seitz i inni. A distinct small RNA pathway silences selfish genetic elements in the germline. „Science”. 313 (5785), s. 320-324, 2006. doi:10.1126/science.1129333. PMID 16809489. 
  12. 12,0 12,1 12,2 S. Houwing, LM. Kamminga, E. Berezikov, D. Cronembold i inni. A role for Piwi and piRNAs in germ cell maintenance and transposon silencing in Zebrafish. „Cell”. 129 (1), s. 69-82, 2007. doi:10.1016/j.cell.2007.03.026. PMID 17418787. 
  13. Y. Kirino, Z. Mourelatos. Mouse Piwi-interacting RNAs are 2'-O-methylated at their 3' termini. „Nat Struct Mol Biol”. 14 (4), s. 347-348, 2007. doi:10.1038/nsmb1218. PMID 17384647. 
  14. KA. O'Donnell, JD. Boeke. Mighty Piwis defend the germline against genome intruders. „Cell”. 129 (1), s. 37-44, 2007. doi:10.1016/j.cell.2007.03.028. PMID 17418784. 
  15. CD. Malone, GJ. Hannon. Small RNAs as guardians of the genome. „Cell”. 136 (4), s. 656-668, 2009. doi:10.1016/j.cell.2009.01.045. PMID 19239887. 
  16. D. Rosenkranz, H. Zischler. proTRAC - a software for probabilistic piRNA cluster detection, visualization and analysis. „BMC Bioinformatics”. 13, s. 5, 2012. doi:10.1186/1471-2105-13-5. PMID 22233380. 
  17. A. Aravin, D. Gaidatzis, S. Pfeffer, M. Lagos-Quintana i inni. A novel class of small RNAs bind to MILI protein in mouse testes. „Nature”. 442 (7099), s. 203-207, 2006. doi:10.1038/nature04916. PMID 16751777. 
  18. OH. Tam, AA. Aravin, P. Stein, A. Girard i inni. Pseudogene-derived small interfering RNAs regulate gene expression in mouse oocytes. „Nature”. 453 (7194), s. 534-538, 2008. doi:10.1038/nature06904. PMID 18404147. 
  19. G. Ruvkun. Tiny RNA: Where do we come from? What are we? Where are we going?. „Trends Plant Sci”. 13 (7), s. 313-316, 2008. doi:10.1016/j.tplants.2008.05.005. PMID 18562240. 
  20. J. Brennecke, CD. Malone, AA. Aravin, R. Sachidanandam i inni. An epigenetic role for maternally inherited piRNAs in transposon silencing. „Science”. 322 (5906), s. 1387-1392, 2008. doi:10.1126/science.1165171. PMID 19039138. 
  21. NC. Lau, AG. Seto, J. Kim, S. Kuramochi-Miyagawa i inni. Characterization of the piRNA complex from rat testes. „Science”. 313 (5785), s. 363-367, 2006. doi:10.1126/science.1130164. PMID 16778019. 
  22. A. Girard, R. Sachidanandam, GJ. Hannon, MA. Carmell. A germline-specific class of small RNAs binds mammalian Piwi proteins. „Nature”. 442 (7099), s. 199-202, 2006. doi:10.1038/nature04917. PMID 16751776.