Testy na SARS-CoV-2

Z Wikipedii, wolnej encyklopedii
CDC 2019-nCoV Laboratory Test Kit.jpg
Zestaw testów laboratoryjnych na obecność koronawirusa amerykańskiego CDC

Testy na SARS-CoV-2 – testy diagnostyczne służące do wykrycia obecnej lub przeszłej obecności wirusa SARS-CoV-2, wywołującego chorobę COVID-19. Dwa główne rodzaje testów wykrywają obecność wirusa lub obecność przeciwciał wytwarzanych w odpowiedzi na infekcję SARS-CoV-2[1][2]. Testy te są wykorzystywane do diagnozowania indywidualnych przypadków zakażeń i umożliwiają organom zdrowia publicznego śledzenie i zarządzanie epidemią. Wyniki testów na obecność przeciwciał (testy immunologiczne/serologiczne) są przesłanką do oceny, czy ktoś przeszedł infekcję SARS-CoV-2 w przeszłości[3]. Ponieważ przeciwciała mogą pojawiać się dopiero kilka tygodni po zakażeniu, testy serologiczne są mniej użyteczne w diagnozowaniu aktywnej infekcji[4], ale mogą służyć do oceny rozprzestrzenienia się choroby, co pomaga oszacować jej śmiertelność[5].

Poszczególne kraje przyjęły różne protokoły testowania uwzględniające kogo testować, jak często, jakiego protokołu analizy używać, jak pobierać próbki i jak wykorzystywać wyniki testów[6][7]. Te różnice w protokołach wpłynęły na wyniki statystyczne, w tym liczbę odnotowywanych przypadków, wykonanych testów, wskaźniki śmiertelności i dane demograficzne przypadków[8][9][10]. Ponieważ zakażenie SARS-CoV-2 występuje kilka dni po kontakcie z wirusem (i przed wystąpieniem objawów), istnieje pilna potrzeba częstego testowania i szybkiej dostępności wyników[11].

Analiza testów jest często wykonywana w laboratoriach medycznych przez diagnostów laboratoryjnych. Laboratoria mogą być również umiejscawiane w gabinetach lekarskich, na parkingach, w miejscach pracy lub w węzłach komunikacyjnych.

Metody[edytuj | edytuj kod]

Ze względu na rodzaj wykrywanego materiału rozróżnia się trzy główne typy testów:

  • wykrywające materiał genetyczny wirusa (zwane również molekularnymi lub genetycznymi; potocznie określane mianem testu PCR),
  • wykrywające otoczkę wirusa (określane mianem testów antygenowych),
  • wykrywające przeciwciała, które wytworzyły się u człowieka w odpowiedzi na infekcję wirusową (potocznie nazywane testami na przeciwciała).

Badanie na obecność wirusa zwykle odbywa się poprzez wykrywanie jego materiału genetycznego (testy PCR)[12] lub fragmentów białek z jego powierzchni (testy antygenowe).

Test genetyczne[edytuj | edytuj kod]

Reakcja łańcuchowa polimerazy z odwrotną transkrypcją (RT-PCR) służy do uzyskania cDNA z RNA w procesie odwrotnej transkrypcji, a następnie powielenia DNA, aby wytworzyć wystarczającą ilość materiału do analizy[13]. RT-PCR może w ten sposób wykryć obecność materiału genetycznego SARS-CoV-2 w badanej próbce. Proces RT-PCR zwykle trwa kilka godzin[14]. Testy te nazywane są również testami molekularnymi lub testami RT-PCR[3].

W zależności od wyposażenia laboratoriów, stosowane są także inne rodzaje testów RT-PCR: RT-PCR w czasie rzeczywistym[15] lub ilościowy RT-PCR[16]. Jej nazwa jest skracana do qRT-PCR[17], rRT-PCR[18] lub RT-qPCR[19].

Testy antygenowe[edytuj | edytuj kod]

Zestaw do szybkiego testu antygenowego SARS-CoV-2

Testy antygenowe potwierdzają obecność białek antygenowych pochodzących z powierzchni wirusa. W przypadku koronawirusa SARS-CoV-2 są to najczęściej białka kolców z powierzchni wirusa[20]. Białka antygenowe SARS-CoV-2 można wykryć przed wystąpieniem objawów choroby COVID-19. Test ten trwa krócej, ale ma mniejszą czułość niż test RT-PCR[21].

Testy serologiczne[edytuj | edytuj kod]

Organizm broni się przed infekcją wirusową wytwarzając przeciwciała, które mają zneutralizować wirusa. Badania krwi (zwane również testami serologicznymi[3]) mogą wykryć obecność takich przeciwciał[22]. Testy te można również wykorzystać do określenia, ile przeciwciał znajduje się w jednostce osocza ozdrowieńców lub do sprawdzenia, czy dana szczepionka wytwarza odpowiedź immunologiczną[23].

Testy na przeciwciała wykrywają dwie główne klasy przeciwciał: IgM i IgG. Przeciwciała IgM są na ogół wykrywalne kilka dni po początkowej infekcji, chociaż ich poziom w trakcie i po infekcji nie jest dobrze scharakteryzowany[24]. Przeciwciała IgG są zwykle wykrywalne 10–14 dni po zakażeniu i zwykle osiągają szczyt około 28 dni po zakażeniu[25][26]. Ten wzozec pojawiania się przeciwciał został zaobserwowany przy innych infekcjach i może być inny w przypadku SARS-CoV-2, gdzie IgM czasami występują po IgG, razem z IgG lub wcale[27]. Jednakowoż, przeciwciała IgM są zwykle wykrywane 5 dni po wystąpieniu objawów, podczas gdy IgG są wykrywane średnio 14 dni po wystąpieniu objawów[28]. Poziomy IgG znacznie spadają po dwóch lub trzech miesiącach[29].

Nie określono siły działania przeciwciał SARS-CoV-2 i ich okresu ochronnego[5][30]. Dlatego dodatni wynik testu na przeciwciała może nie oznaczać odporności na przyszłą infekcję. Ponadto nie ustalono, czy łagodne lub bezobjawowe infekcje wytwarzają wystarczającą ilość przeciwciał, aby test mógł je wykryć[31]. Przeciwciała po przejściu niektórych chorób utrzymują się we krwi przez wiele lat, podczas gdy inne zanikają[20].

Precyzja[edytuj | edytuj kod]

Wpływ sposobu pobierania próbek na czułość detekcji SARS-CoV-2 u 205 pacjentów z Wuhan[32]
Źródło próbek Czułość
Próbki płynu z płukania oskrzelowo-pęcherzykowego 93% (14/15)
Plwocina 72% (75/104)
Wymazy z nosa 63% (5/8)
Fiberobronchoskopia, biopsja szczoteczkowa 46% (6/13)
Wymazy z gardła 32% (126/398)
Kał 29% (44/153)
Krew 1% (3/307)

Dokładność testów, zarówno tych wykrywających wirusa jak i tych wykrywających przeciwciała wytworzone w odpowiedzi na infekcję SARS-CoV-2, mierzy się pod względem czułości i swoistości. Błędy testu mogą być fałszywie dodatnie (wynik testu jest pozytywny, ale wirus, bądź przeciwciało nie są obecne) lub fałszywie ujemne (wynik testu jest negatywny, ale wirus lub przeciwciało są obecne)[33].

Czułość i swoistość[edytuj | edytuj kod]

Czułość wskazuje, jak często test poprawnie identyfikuje obecność wirusa lub przeciwciała. Aby dać wynik pozytywny próbka musi zawierać minimalny poziom wirusa lub przeciwciała. Dla przykładu: test o czułości 90% prawidłowo zidentyfikuje 90% infekcji, a w pozostałych 10% da wynik fałszywie ujemny.

Swoistość wskazuje, jak dobrze test jest ukierunkowany na dany wirus lub przeciwciało i nie wychwytuje podobnych wirusów lub podobnych przeciwciał. Test swoisty w 90% prawidłowo zidentyfikuje 90% niezainfekowanych przypadków i da fałszywie dodatni wynik w 10% przypadków[33].

Przyczyny błędnego wyniku testu[edytuj | edytuj kod]

Na wynik testu wpływ mają: moment infekcji, w którym pobierana jest próbka, prawidłowość pobrania próbki, prawidłowość jej przygotowania do testu jak również prawidłowość przeprowadzenia samego testu. Np. w przypadku wykrywania obecności wirusa moment pobrania próbki ma duże znaczenie, gdyż pobranie materiału do badania zanim wirus się namnożył w organizmie w odpowiedniej ilości lub pobranie próbki  w momencie, gdy organizm zacznie go eliminować, może skutkować fałszywie negatywnym wynikiem spowodowanym niskim poziomem wirusów w pobranej próbce. Ocena testów RT-PCR w maju 2020 r. wykazała, że mediana prawdopodobieństwa wyniku fałszywie ujemnego zmniejszyła się ze 100% w pierwszym dniu po kontakcie z wirusem do 67% w dniu czwartym. W dniu wystąpienia objawów prawdopodobieństwo fałszywie negatywnego testu wynosi 38% i zmniejsza się do 20% trzy dni później[34].

Przypisy[edytuj | edytuj kod]

  1. COVID-19 Testing Overview [online], Centers for Disease Control and Prevention, 11 lutego 2020 [dostęp 2021-05-17] (ang.).
  2. Serology tests for COVID-19 [online], COVID-19 Testing Toolkit [dostęp 2021-05-17] (ang.).
  3. a b c Robert Kubina, Arkadiusz Dziedzic, Molecular and Serological Tests for COVID-19 a Comparative Review of SARS-CoV-2 Coronavirus Laboratory and Point-of-Care Diagnostics, „Diagnostics (Basel, Switzerland)”, 10 (6), 2020, DOI10.3390/diagnostics10060434, PMID32604919, PMCIDPMC7345211 [dostęp 2021-05-18] (ang.).
  4. Test for Past Infection [online], Centers for Disease Control and Prevention, 11 lutego 2020 [dostęp 2021-05-17] (ang.).
  5. a b Jennifer Abbasi, The Promise and Peril of Antibody Testing for COVID-19, „Journal of the American Medical Association”, 323 (19), 2020, s. 1881–1883, DOI10.1001/jama.2020.6170, ISSN 1538-3598, PMID32301958 [dostęp 2021-05-17] (ang.).
  6. Mary Van Beusekom, Italian doctors note high COVID-19 death rate, urge action [online], CIDRAP [dostęp 2021-05-17] (ang.).
  7. COVID-19: First results of the voluntary screening in Iceland [online], Nordic Life Science – the leading Nordic life science news service, 22 marca 2020 [dostęp 2021-05-17] (ang.).
  8. Ward, D. (April 2020) "Sampling Bias: Explaining Wide Variations in COVID-19 Case Fatality Rates". WardEnvironment. doi: 10.13140/RG.2.2.24953.62564/1
  9. Martha Henriques, Coronavirus: Why death and mortality rates differ [online], BBC [dostęp 2021-05-17] (ang.).
  10. Why More Younger People Are Testing Positive for COVID-19 [online], Time [dostęp 2021-05-17].
  11. Michael J. Mina, Roy Parker, Daniel B. Larremore, Rethinking Covid-19 Test Sensitivity - A Strategy for Containment, „The New England Journal of Medicine”, 383 (22), 2020, e120, DOI10.1056/NEJMp2025631, ISSN 1533-4406, PMID32997903 [dostęp 2021-05-17] (ang.).
  12. Parham Habibzadeh i inni, Molecular diagnostic assays for COVID-19: an overview, „Critical Reviews in Clinical Laboratory Sciences”, 2021, s. 1–20, DOI10.1080/10408363.2021.1884640, ISSN 1549-781X, PMID33595397, PMCIDPMC7898297 [dostęp 2021-05-17] (ang.).
  13. How is the COVID-19 Virus Detected using Real Time RT-PCR? [online], www.iaea.org, 27 marca 2020 [dostęp 2021-05-17] (ang.).
  14. Curetis, Curetis Group Company Ares Genetics and BGI Group Collaborate to Offer Next-Generation Sequencing and PCR-based Coronavirus (2019-nCoV) Testing in Europe [online], GlobeNewswire News Room, 30 stycznia 2020 [dostęp 2021-05-17] (ang.).
  15. Xiao-ping Kang i inni, A duplex real-time RT-PCR assay for detecting H5N1 avian influenza virus and pandemic H1N1 influenza virus, „Virology Journal”, 7, 2010, s. 113, DOI10.1186/1743-422X-7-113, ISSN 1743-422X, PMID20515509, PMCIDPMC2892456 [dostęp 2021-05-17] (ang.).
  16. Caroline Joyce, Quantitative RT-PCR. A review of current methodologies, „Methods in Molecular Biology (Clifton, N.J.)”, 193, 2002, s. 83–92, DOI10.1385/1-59259-283-X:083, ISSN 1064-3745, PMID12325527 [dostęp 2021-05-17].
  17. Erika Varkonyi-Gasic, Roger P. Hellens, qRT-PCR of Small RNAs, „Methods in Molecular Biology”, 631, 2010, s. 109–122, DOI10.1007/978-1-60761-646-7_10, ISSN 1940-6029, PMID20204872 [dostęp 2021-05-17] (ang.).
  18. Labcorp’s COVID-19 RT-PCR Test EUA Summary [online], 11 maja 2021 [dostęp 2021-05-17].
  19. Sean Taylor i inni, A practical approach to RT-qPCR-Publishing data that conform to the MIQE guidelines, „Methods (San Diego, Calif.)”, 50 (4), 2010, S1–5, DOI10.1016/j.ymeth.2010.01.005, ISSN 1095-9130, PMID20215014 [dostęp 2021-05-17] (ang.).
  20. a b Developing Antibodies and Antigens for COVID-19 Diagnostics [online], Diagnostics from Technology Networks [dostęp 2021-05-17] (ang.).
  21. Giorgia Guglielmi, Fast coronavirus tests: what they can and can't do, „Nature”, 585 (7826), 2020, s. 496–498, DOI10.1038/d41586-020-02661-2, ISSN 1476-4687, PMID32939084 [dostęp 2021-05-17] (ang.).
  22. The next frontier in coronavirus testing: Identifying the outbreak's full scope [online], STAT, 27 marca 2020 [dostęp 2021-05-17] (ang.).
  23. Eric W. Tang, April M. Bobenchik, Shaolei Lu, Testing for SARS-CoV-2 (COVID-19): A General Review, „Rhode Island Medical Journal”, 103 (8), 2020, s. 20–23, ISSN 2327-2228, PMID32900007 [dostęp 2021-05-17] (ang.).
  24. Food and Drug Administration (FDA), qSARS-CoV-2 IgG/IgM Rapid Test, Cellex Inc. Authorisation [online], 12 czerwca 2020 [dostęp 2021-05-17].
  25. Apoorva Mandavilli, Katie Thomas, Will an Antibody Test Allow Us to Go Back to School or Work?, „The New York Times”, 10 kwietnia 2020 [dostęp 2021-05-17] (ang.).
  26. Food and Drug Administration (FDA), COVID-19 ELISA IgG Antibody Test, Mount Sinai Laboratory, Authorisation [online], 15 kwietnia 2020 [dostęp 2021-05-17].
  27. Georg Bauer, The variability of the serological response to SARS corona virus‐2: Potential resolution of ambiguity through determination of avidity (functional affinity), „Journal of Medical Virology”, 2020, DOI10.1002/jmv.26262, ISSN 0146-6615, PMID32633840, PMCIDPMC7361859 [dostęp 2021-05-17] (ang.).
  28. Neeraja Ravi i inni, Diagnostics for SARS-CoV-2 detection: A comprehensive review of the FDA-EUA COVID-19 testing landscape, „Biosensors & Bioelectronics”, 165, 2020, s. 112454, DOI10.1016/j.bios.2020.112454, ISSN 1873-4235, PMID32729549, PMCIDPMC7368663 [dostęp 2021-05-17] (ang.).
  29. Ekaterini S. Goudouris, Laboratory diagnosis of COVID-19, „Jornal De Pediatria”, 97 (1), 2021, s. 7–12, DOI10.1016/j.jped.2020.08.001, ISSN 1678-4782, PMID32882235, PMCIDPMC7456621 [dostęp 2021-05-17] (ang.).
  30. Stacey McKenna, What Immunity to COVID-19 Really Means [online], Scientific American [dostęp 2021-05-17] [zarchiwizowane z adresu 2020-04-28] (ang.).
  31. Jonathan J. Deeks i inni, Antibody tests for identification of current and past infection with SARS-CoV-2, „The Cochrane Database of Systematic Reviews”, 6, 2020, CD013652, DOI10.1002/14651858.CD013652, ISSN 1469-493X, PMID32584464, PMCIDPMC7387103 [dostęp 2021-05-17] (ang.).
  32. Wenling Wang i inni, Detection of SARS-CoV-2 in Different Types of Clinical Specimens, „Journal of the American Medical Association”, 323 (18), 2020, s. 1843–1844, DOI10.1001/jama.2020.3786, ISSN 1538-3598, PMID32159775, PMCIDPMC7066521 [dostęp 2021-05-17] (ang.).
  33. a b COVID-19 tests are far from perfect, but accuracy isn’t the biggest problem [online], Popular Science, 7 maja 2020 [dostęp 2021-05-17] (ang.).
  34. Lauren M. Kucirka i inni, Variation in False-Negative Rate of Reverse Transcriptase Polymerase Chain Reaction-Based SARS-CoV-2 Tests by Time Since Exposure, „Annals of Internal Medicine”, 173 (4), 2020, s. 262–267, DOI10.7326/M20-1495, ISSN 1539-3704, PMID32422057, PMCIDPMC7240870 [dostęp 2021-05-17] (ang.).