Glikoliza

Z Wikipedii, wolnej encyklopedii
Skocz do: nawigacja, szukaj
Schemat glikolizy

Glikoliza, szlak Embdena-Meyerhofa-Parnasa – ciąg reakcji biochemicznych, podczas których jedna cząsteczka glukozy zostaje przekształcona w dwie cząsteczki pirogronianu.

Glikoliza jest ewolucyjnie starym szlakiem metabolicznym, szeroko rozpowszechnionym wśród organizmów żywych należących do wszystkich trzech domen[1][2]. U eukariotów i wielu prokariotów; przebiega w cytoplazmie podstawowej[3] oraz w plastydach obecnych w komórkach roślin[4][5]. U niektórych protistów[6], takich jak Trypanosoma[7][8] i Leishmania[9] glikoliza zachodzi w wyspecjalizowanych organellach nazywanych glikosomami[10][11].

Najczęstszym typem glikolizy jest schemat Embden-Meyerhof-Parnas, który został odkryty przez Gustava Embdena, Otto Meyerhofa i Jakuba Karola Parnasa.

Sumaryczna reakcja glikolizy jest następująca:

glukoza + 2 Pi + 2 ADP + 2 NAD+ → 2 cząsteczki pirogronianu + 2 ATP + 2 NADH + 2 H+ + 2 H2O

Rola[edytuj | edytuj kod]

Rolą glikolizy jest:

Etapy[edytuj | edytuj kod]

Glycolysis2pl.svg

Fosforylacja glukozy[edytuj | edytuj kod]

Struktura krystaliczna heksokinazy 1 z Kluyveromyces lactis[12].
Alpha-D-Glucopyranose.svg  ATP     ADP
R-Pfeil rechts 1-3.svg
Heksokinaza
lub
Glukokinaza
Alpha-D-Glucose-6-phosphat.svg
α-D-Glukoza α-D-Glukozo-6-fosforan

Fosforylacja glukozy i powstanie glukozo-6-fosforanu jest reakcją nieodwracalną katalizowaną przez heksokinazę lub bardziej specyficznie w wątrobie przez glukokinazę[13]. Jako dawca fosforanu potrzebny jest do tej reakcji ATP, reagujący w formie kompleksu Mg-ATP. Jon magnezu Mg2+ lub dwuwartościowy jon innego metalu, na przykład Mn2+, jest konieczny do aktywności heksokinazy. Enzym ten składa się z dwóch części, które podczas połączenia z glukozą zbliżają się do siebie. W wyniku zbliżenia cząsteczka glukozy zostaje zamknięta wewnątrz białka. Indukowane przez glukozę zmiany struktury enzymu powodują, że środowisko wokół cząsteczki cukru staje się mniej polarne. Jedynym elementem wystającym na zewnątrz enzymu jest węgiel C-6 glukozy z grupą hydroksylową. Obniżenie polarności ułatwia przeniesienie grupy fosforanowej z ATP na węgiel C-6. Zamykanie szczeliny indukowane substratem zapobiega reakcji hydrolizy ATP przy użyciu H2O. Reakcja taka zachodziłaby, gdyby miejsce atomu C-6 z grupą hydroksylową mogło być zajęte przez cząsteczkę wody[3].

W komórkach roślinnych występuje wiele rodzajów heksokinaz. Większość z nich to enzymy cytozolowe zdolne do fosforylacji zarówno glukozy, jak i innych heksoz w tym fruktozy i mannozy. W niektórych tkankach wstępujące heksokinaza związana zewnętrzną błoną mitochondrialną, fosforylująca przede wszystkim glukozę[14].

Izomeryzacja[edytuj | edytuj kod]

Struktura izomerazy glukozo-6-fosforanowej z Oryctolagus cuniculus[15].
Alpha-D-Glucose-6-phosphat.svg Izomeraza
glukozo-
fosforanowa

Biochem reaction arrow reversible NNNN horiz med.svg


Alpha-D-Fructose-6-phosphat.svg
α-D-Glukozo-6-fosforan α-D-Fruktozo-6-fosforan

Przekształcenie glukozo-6-fosforanu we fruktozo-6-fosforan następuje przy udziale izomerazy glukozo-6-fosforanowej[13], z zastrzeżeniem, że przemianie tej ulega tylko anomer α glukozo-6-fosforanu. Reakcja polega na przekształceniu aldozy, którą jest glukoza z grupą aldehydową przy C-1, do ketozy, którą jest fruktoza z grupą ketonową przy C-2. Pierwszy etap reakcji polega na otworzeniu formy pierścieniowej glukozo-6-fosforanu. Dopiero otwarta forma łańcuchowa ulega izomeryzacji do formy łańcuchowej fruktozo-6-fosforanu. Ostatni etap to przekształcenie otwartej formy łańcuchowej do pięcioczłonowej formy pierścieniowej[3].

Fosforylacja fruktozo-6-fosforanu[edytuj | edytuj kod]

Struktura fosfofruktokinazy 1 (PFK-1).
Beta-D-Fructose-6-phosphat2.svg  ATP     ADP
R-Pfeil rechts 1-3.svg
Fosfo-
frukto-
kinaza
Beta-D-Fructose-1,6-bisphosphat2.svg
β-D-Fruktozo-6-fosforan β-D-Fruktozo-1,6-bisfosforan

Fosforylację fruktozo-6-fosforanu przy użyciu ATP przeprowadza enzym fosfofruktokinaza I (PKF, ATP-fosfofruktokinaza), powstaje fruktozo-1,6-bisfosforanu oraz ADP[13]. Reakcja ta jest nieodwracalna w warunkach fizjologicznych.

W komórkach roślin wyższych i części niższych fosforylacja fruktozo-6-fosforanu może zachodzić przy udziale fosfofruktokinazy lub 1-fosfotransferazy pirofosforan-fruktozo-6-fosforan (PPi-fosfofruktokinaza). Ten drugi enzym przeprowadza reakcję fosforylacji zużywając nie ATP, lecz pirofosforan, a katalizowana reakcja jest odwracalna. W tkankach młodych fruktozo-1,6-bisfosforan powstaje głownie w wyniku reakcji przeprowadzanej przez PPi-fosfofruktokinazę, a w tkankach starszych ATP-fosfofruktokinazę[14].

Rozszczepienie fruktozo-1,6-bisfosforanu[edytuj | edytuj kod]

Struktura aldolazy z wątroby Oryctolagus cuniculus.
Beta-D-Fructose-1,6-bisphosphat2.svg Aldolaza
Biochem reaction arrow reversible NNNN horiz med.svg
Dihydroxyacetonphosphat2.svg Plus symbol.svg
D-Glycerinaldehyd-3-phosphat2.svg
β-D-Fruktozo-1,6-bisfosforan Fosfo-
dihydroksy-
aceton
D-Aldehyd-
3-fosfo-
glicerynowy

Rozszczepienie fruktozo-1,6-bisfosforanu na dwie fosfotriozy – aldehyd 3-fosfoglicerynowy oraz fosfodihydroksyaceton przeprowadzane jest przez aldolazę[13]. Enzym ten katalizuje reakcję kondensacji aldolowej oraz reakcję odwrotną. Nazwa pochodzi od reakcji kondensacji, jednak w glikolizie dochodzi do rozszczepienia sześciowęglowego cukru[3]. Znane są dwie klasy aldolazy fruktozo-1,6-bisfosforanu (EC 4.1.2.13) o różnym mechanizmie enzymatycznym. Klasa I przeprowadza reakcję poprzez wytworzenie zasady Schiffa pomiędzy grupą karbonylową substratów a grupą aminowa lizyny znajdującej się w centrum aktywnym enzymu. Klasa druga stabilizuje związek pośredni w postaci karboanionu za pomocą dwuwartościowego jonu metalu. Enzymy należące do klasy I nie są jednorodne. U eukariontów to najczęściej homotetramer o masie podjednostki około 40 kDa, a u bakterii są zróżnicowanymi oligomerami o masie podjednostek pomiędzy 27-4- kDa. Aldolazy należące do klasy II występujące u bakterii i eukariontów zwykle są dimerami o masie podjednostek około 40 kDa[16]. U archeanów występują aldolazy zaliczane do klasy I oraz klasy II[17][16]. Różnią się one jednak znacznie od enzymów występujących w pozostałych domenach[16]. W plastydach najczęściej występuje aldolaza klasy I, jednak u niektórych organizmów stwierdzono występowanie w plastydach aldolazy klasy II[18]. Z badań nad aldolazą klasy II u Escheriachia coli wynika, że kluczowe dla funkcji enzymu są reszty aminokwasów Asn-35, Ser,-61 i Lys-325. Ser-61 bierze udział w wiązaniu aldehydu 3-fosfoglicerynowego. Pozostałe dwie reszty mają wpływ na zdolności katalityczne enzymu[19].

Dziedziczny niedobór aldolazy w erytrocytach może wywoływać niedokrwistość hemolityczną.

Przekształcenie fosfodihydroksyacetonu w aldehyd 3-fosfoglicerynowy[edytuj | edytuj kod]

Struktura izomerazy triozofosforanowej.
Dihydroxyacetonphosphat2.svg Izomeraza
triozo-
fosforanowa

Biochem reaction arrow reversible NNNN horiz med.svg
D-Glycerinaldehyd-3-phosphat2.svg
Fosfo-
dihydroksy-
aceton
D-Aldehyd-
3-fosfo-
glicerynowy

Przekształcenie fosfodihydroksyacetonu w aldehyd 3-fosfoglicerynowy przez izomerazę triozofosforanową[13]. W stanie równowagi 96% triozofosforanów występuje w postaci fosfodihydroksyacetonu. Mimo to dzięki izomerazie triozofosforanowej (TIM) możliwe jest szybkie wytworzenie aldehydu 3-fosfoglicerynowego niezbędnego do dalszego zachodzenia glikolizy. Katalizowana wewnątrzcząsteczkowa reakcja oksydoredukcyjna polega na przeniesieniu atomu wodoru z C-1 na C-2. W oderwaniu protonu od atomu węgla bierze udział Glu-165, zaś His-95 dostarcza proton grupie karbonylowej C-2 stabilizując jej ładunek ujemny. Produktem pośrednim reakcji jest endiol. Enzym zapobiega rozpadowi endiolowego związku pośredniego na metyloglioksal i ortofosforan, nie pozwalając związkowi endiolowemu na oderwanie się. W utrzymywaniu produktu pośredniego uczestniczy 10 reszt aminokwasowych TIM, zamykających endiol w centrum aktywnym[3].

Utlenianie i fosforylacja aldehydu 3-fosfoglicerynowego[edytuj | edytuj kod]

Struktura dehydrogenazy aldehydu 3-fosfoglicerynowego.
D-Glycerinaldehyd-3-phosphat2.svg NAD+   NADH
+ Pi       + H+
Biochem reaction arrow reversible YYNN horiz med.svg
Dehydrogenaza
aldehydu-
3-fosfoglicerynowego
D-1,3-Bisphosphoglycerat2.svg
D-Aldehyd 3-fosfoglicerynowy D-1,3-bisfosfoglicerynian

Przekształcenie aldehydu 3-fosfoglicerynowego w 1,3-bisfosfoglicerynian (1,3-BPG) z użyciem fosforanu nieorganicznego, NAD+ i enzymu dehydrogenazy aldehydu 3-fosfoglicerynowego[13]. Jest to jednoczesna reakcja utleniania i fosforylacji, która może być zmodyfikowana w obecności arsenianu – reaguje on z nieorganicznym fosforanem i tworzy 1-arseno-3-fosfoglicerynian i – zamiast ATP – energię cieplną. Reakcja utleniania jest korzystna termodynamicznie i wykazuje zmianę standardowej energii swobodnej ΔG°' około -50 kJ mol-1. Reakcja ta przebiega w dwóch etapach. W pierwszym z nich aldehyd 3-fosfoglicerynowy łącząć się z grupą tiolową Cys-149 tworzy hemitioacetal. W drugim etapie jon wodorkowy przenoszony jest na NAD+ połączonym z enzymem w pobliżu reszty cysteiny. W oderwaniu protonu od hemiacetalu bierze udział His-176. Druga reakcja wiążę się ze mianą standardowej energii swobodnej o podobną wartość z przeciwnym znakiem. Sprzężenie obu reakcji jest możliwe dzięki produktowi pośredniemu o charakterze tioestru. Tioestrowy związek pośredni reaguje z ortofosforanem tworząc acylofosforan. W wyniku połączenia z ortofosforanem zostaje uwolniona reszta Cys-149 i powstaje 1,3-bisfosfoglicerynian. Do połączenia może jednak dość tylko gdy powstały w pierwszej reakcji NADH odłączy się od enzymu, a w jego miejsce przyłączy się kolejna cząsteczka NAD+. To właśnie dodatni ładunek dinukleotydu nikotynoamidoadeninowego ułatwia przyłączenie ortofosforanu. Energetyczne sprzężenie obu reakcji jest kluczowe dla pozyskania energii użytecznej metabolicznie w postaci ATP[3].

Synteza ATP 1[edytuj | edytuj kod]

Struktura kinaza fosfoglicerynianowej z drożdży[20].
D-1,3-Bisphosphoglycerat2.svg Kinaza
fosfo-
glicerynianowa

ADP     ATP
Biochem reaction arrow reversible YYNN horiz med.svg
D-3-Phosphoglycerat2.svg
D-1,3-bisfosfoglicerynian D-3-fosfoglicerynian

Przeniesienie grupy fosforanowej z 1,3-BPG na ADP i utworzenie ATP (fosforylacja substratowa) oraz 3-fosfoglicerynianu – reakcja katalizowana przez kinazę fosfoglicerynianową[21]. Enzym jest monomerem o masie 45 kDa i wysokim stopniu podobieństwa u różnych gatunków. Enzymy z mięśni konia i drożdży są niemal identyczne[22]. Podobnie jak u innych kinaz substraty przyłączane są do dwóch domen. Pierwsza łączy się z 1,3-bisfosfoglicerynianem a druga z kompleksem Mg-ADP[23][24]. W wyniku zmian konformacyjnych dochodzi do zbliżenia obu substratów i przeniesienia grupy fosforanowej z pozycji C-1 1,3-bisfosfoglicerynianu na ADP[25][26] Reakcja jest odwracalna[25].

Przesunięcie fosforanu[edytuj | edytuj kod]

Struktura fosfogliceromoutazy.
D-3-Phosphoglycerat2.svg Fosfo-
glicero-
mutaza

Biochem reaction arrow reversible NNNN horiz med.svg
D-2-Phosphoglycerat2.svg
D-3-fosfoglicerynian D-2-fosfoglicerynian

Przekształcenie 3-fosfoglicerynianu w 2-fosfoglicerynian przez fosfogliceromutazę[13]. Przesunięcie grupy fosforanowej odbywa się poprzez przyłączenie do 3-fosfoglicerynianu fosforanu pochodzącego z reszty histydyny enzymu. W efekcie powstaje 2,3-bisfosfoglicerynian (2,3-BPG). Związek ten służy następnie do ufosforylowania reszty histydyny. Na enzym przenoszona jest grupa z pozycji 3. Do działania enzymu potrzebna jest katalityczna ilość 2,3-bisfosfoglicerynianu[3].

Odwodnienie[edytuj | edytuj kod]

Struktura enolazy z drożdży[27].
D-2-Phosphoglycerat2.svg –H2O
Enolaza
Biochem reaction arrow reversible NNNN horiz med.svg
Phosphoenolpyruvat Fischer2.svg
D-2-fosfoglicerynian Fosfoenolopirogronian

Odwodnienie 2-fosfoglicerynianu i powstanie fosfoenolopirogronianu (PEP) katalizowane jest przez enolazę (EC 4.2.1.11)[13]. U człowieka enzym składa się z dwóch podjednostek. Mogą być to podjednostka α, β lub γ, z których składają się różne izoenzymu zawierające αα, αβ, αγ, ββ lub γγ[28][29]. Masa enzymu mieści w zakresie 82-100 kDa[28][30]. Podjednostki połączone są wiązaniem jonowym pomiędzy Glu-20 pierwszej podjednostki a Arg-414 drugiej podjednostki. Dla aktywności enzymu kluczowe są reszty His-159, Glu-168, Glu-211, Lys-345 i Lys-396[28]. Z centrum aktywnym połączone są dwa jony Mg2+ zapewniające stabilizację substratu oraz związku pośredniego w postaci karboanionu[29][28][31]. Dlatego Aktywność enzymu zależy od obecności jonów magnezu lub manganu[32][33], a hamowana jest w obecności fluorków. Działanie fluorków jest odpowiedzialne za zahamowanie aktywności enolazy bakterii odpowiedzialnych na wywoływanie próchnicy[34].

Synteza ATP 2[edytuj | edytuj kod]

Struktura kinazy pirogronianowej drożdży[35].
Phosphoenolpyruvat Fischer2.svg ADP     ATP
R-Pfeil rechts 1-3.svg
Kinaza pirogronianowa
Pyruvat Fischer.svg
Fosfoenolopirogronian Pirogronian

Przeniesienie grupy fosforanowej z PEP na ADP i powstanie ATP oraz pirogronianu katalizowane jest przez kinazę pirogronianową (PK, EC 2.7.1.40)[13]. Podczas przenoszenia grupy fosforanowej z enolofosforanu na ADP dochodzi do przekształcenia formy enolowej pirogronianu do stabilnej formy ketonowej[3]. Ze względu na znaczną utratę energii swobodnej w postaci ciepła, musi być traktowana jako reakcja fizjologicznie nieodwracalna. U większości badanych organizmów PK jest tetramerem zbudowanym z identycznych podjednostek. Enzym jest aktywny w obecności jonów K+ oraz Mg2+ i Mn2+. Różnice w budowie enzymu u rożnych organizmów wiążą się ze zróżnicowaniem efektorów allosterycznych. Chociaż podstawowym związkiem regulującym aktywność enzymu jest fruktozo-2,6- fosforan to u wielu bakterii zwięszenie aktywności następuje pod wpływem monofosforanw cukrów takich jak 5-fosforan rybozy[36]. Dziedziczny niedobór kinazy pirogronianowej w erytrocytach może wywoływać niedokrwistość hemolityczną.

Substraty oddechowe[edytuj | edytuj kod]

Podstawowym substratem dla glikolizy jest glukoza, jednak szlak jest podstawową drogi katabolizmu wielu heksoz. Fruktoza w organizmach zwierzęcych pochodzi z rozkładu sacharozy obecnej w pokarmie, a w organizmach roślinnych z rozkładu cukrów zapasowych takich jak sacharoza i inulina jest prowadzana do glikolizy na kilka sposobów[13][14]. W komórkach mięśni i tkance tłuszczowej fruktoza ulega fosforylacji przy udziale heksokinazy. W efekcie powstaje fruktozo-6-fosforan będący związkiem pośrednim w glikolizie. W komórkach wątroby podstawowym enzymem przeprowadzającym fosforylację glukozy jest glukokinaza. Włączenie fruktozy w glikolizę jest możliwe dzięki obecności dodatkowego enzymu, nazywanego fruktokinazą, przekształcającego fruktozę we fruktozo-1-fosforan, który jest rozszczepiany do aldehydu glicerynowego i fosfodihydroksyacetonu przez aldolazę fruktozo-1-fosforanu. Aldehyd glicerynowy ulega fosforylacji przeprowadzanej przez kinazę trioz. Dwa powstałe produkty są już metabolitami uczestniczącymi w glikolizie. Dwie dodatkowe reakcje określane są jako szlak fruktozo-1-fosforanowy[13]. W komórkach roślinnych fruktoza może być fosforylowana przez cytozolową heksokinazę lub fruktokinazę przyłączająca grupę fosforanową z ATP w pozycji 6[14].

Przekształcenie galaktozy do glukozy. 1 – galaktoza, 2 – galaktozo-1-fosforan, 3 – UDP-glukoza, 4 – UDP-galaktoza, 5 – glukozo-1-fosforan, 6 – glukozo-6-fosforan. GK – galaktokinaza, GALT – urydylilotransferaza galaktozo-1-fosforanowa, UEG – 4-epimeraza UDP-glukozy, PGM – fosfoglukomutaza.

Galaktoza, powstająca w organizmach zwierzęcych w wyniku rozkładu laktozy jest fosforylowana do glaktozo-1-fosforanu przez galaktokinazę. Następnie urydylilotransferaza galaktozo-1-fosforanowa przenosi grupę urydynową z UDP-glukozy wytwarzając UDP-galaktozę oraz glukozo-1-fosforan. UDP-galaktoza może być przekształcona do UDP-glukozy przez 4-epimerazę UDP-galaktozy. Opisane reakcje przekształcania galaktozy nazywane są szlakiem wzajemnych przemian galaktoza-glukoza. Powstający w drugiej reakcji szlaku glukozo-1-fosforan może być włączony w glikolizę poprzez przeniesienie grupy fosforanowej z pozycji 6 na pozycję 1 przez fosfoglukomutazę[13].

Dalsze losy pirogronianu[edytuj | edytuj kod]

Powstający w wyniku zachodzenia reakcji glikolizy pirogronian może być przetworzony do różnych produktów anabolicznych. Najczęściej jednak jest katabolizowany poprzez utlenienie do acetylo-CoA, utlenianemu następnie w cyklu Krebsa. W warunkach beztlenowych pirogronian staje się substratem dla fermentacji[37].

Warunki tlenowe[edytuj | edytuj kod]

U prokariontów w warunkach tlenowych pirogronian ulega utlenieniu i dekarboksylacji z udziałem kompleksu dehydrogenazy pirogronianowej[37].

W zdecydowanej większości ludzkich komórek (poza erytrocytami i włóknami mięśniowymi w czasie intensywnej pracy) przeważa metabolizm tlenowy. W warunkach tlenowych pirogronian, otrzymany w wyniku glikolizy pobierany jest przez mitochondria, w których po przekształceniu do acetylo-CoA (reakcja ta katalizowana jest przez wieloenzymatyczny kompleks dehydrogenazy pirogronianowej, do której działania niezbędna staje się difosfotiamina – pochodna witaminy B1), zostaje utleniony do dwutlenku węgla w cyklu Krebsa. Powstałe w glikolizie równoważniki redukujące są przenoszone zaś z NADH+H+ do wnętrza mitochondriów. Przenoszenie elektronów z cytoplazmatycznego NADH na mitochondrialny łańcuch oddechowy odbywa się dzięki krótkim sekwencjom reakcji zwanych tzw. czółenkami. Aktywne mogą być: czółenko glicerolo-3-fosforanowe lub jabłczanowo-asparaginianowe.

Arsenian, jony rtęciowe oraz niedobór tiaminy w diecie powodują nagromadzanie się pirogronianu w komórkach i doprowadzają do szybkiej kwasicy mleczanowej, będącej objawem niedoboru dehydrogenazy mleczanowej – prowadzi to u człowieka do zaburzeń neurologicznych poprzez zakłócenie podstawowych funkcji mózgu. Utlenieniu glukozy w warunkach tlenowych towarzyszy wytworzenie 38 moli ATP. Ogólny zysk wynosi więc 36 moli ATP[38].

Warunki beztlenowe[edytuj | edytuj kod]

Jeśli przeważają warunki beztlenowe, niemożliwa staje się reoksydacja NADH w łańcuchu oddechowym przez przeniesienie równoważników redukujących na tlen. Pirogronian ulega redukcji przez NADH do mleczanu w reakcji katalizowanej przez dehydrogenazę mleczanową. Reoksydacja NADH w reakcji powstawania mleczanu przez odtworzenie NAD potrzebnego w następnym cyklu reakcji umożliwia dalszy przebieg glikolizy w przypadku nieobecności tlenu[38].

Przykładem komórek, które przeprowadzają wyłącznie glikolizę beztlenową są erytrocyty ssaków, ze względu na brak mitochondriów, niezbędnych do przeprowadzanie reakcji łańcucha oddechowego[38]. Jednak w przypadku krwinek czerwonych glikoliza zachodzi z ominięciem reakcji katalizowanej przez kinazę fosfoglicerynianową. Dodatkowy enzym, jakim jest mutaza bisfosfoglicerynianowa katalizuje przekształcenie 1,3-BPG w 2,3-BPG, który ostatecznie ulega przemianie do 3-fosfoglicerynianu przy udziale fosfatazy 2,3-bisfosfoglicerynianowej.

U prokariontów beztlenowych pirogronian może być przekształcony do acetylo-CoA w reakcja katalizowanej przez oksydazę pirogronian:ferredoksyna. Produktem reakcji poza acetylo-CoA i CO2 jest także zredukowana ferredoksyna. Inną możliwą droga przekształcenia pirogronianu jest reakcja katalizowana przez liazę pirogronian:mrówczan. Reakcja zachodzi u beztlenowych bakterii wydzielających mrówczan[37].

Możliwe jest także przekształcenie pirogronianu do aldehydu octowego przez dekarboksylazę pirogronianową. Aldehyd octowy jest następnie przekształcany do etanolu. Ta droga metabolizmu pirogronianu występuje u bakterii , drożdży i roślin[37][14]. Redukcja aldehydu przeprowadzana jest przez dehydrogenazę alkoholową przy użyciu NADH[14].

Organizmy roślinne przeprowadzają fermentację mleczanową w bardzo ograniczonym stopniu tylko przez krótki czas przy braku dostępu tlenu. Dłuższy okres anoksji prowadzi do rozpoczęcia procesów fermentacji alkoholowej[14].

Regulacja procesu glikolizy[edytuj | edytuj kod]

Glikoliza regulowana jest na trzech etapach obejmujących z reakcji nieodwracalnych, to jest w miejscu działania heksokinazy (lub glukokinazy), fosfofruktokinazy I oraz kinazy pirogronianowej.

Regulacja heksokinazy[edytuj | edytuj kod]

Reakcja katalizowana przez heksokinazę nie jest właściwa tylko dla glikolizy, gdyż jest to wspólny etap dla wszystkich dróg metabolizmu węglowodanów, w których glukoza jest substratem (szlak pentozofosforanowy, synteza glikogenu). Regulacja tej reakcji polega na hamującym działaniu glukozo-6-fosforanu. Związek ten gromadzi się gdy zahamowaniu ulega aktywność innego enzymu uczestniczącego w glikolizie – PFK. Glukozo-6-fosforan oraz fruktozo-6-foasforan pozostają w równowadze dzięki aktywności izomerazy glukozofosforanowej. Glukozo-6-fosforan może być jednak zużywany w komórkach zwierząt również do syntezy glikogeny, dlatego heksokinaza nie jest kluczowym enzymem w regulacji glikolizy[13].

Regulacja PFK[edytuj | edytuj kod]

Najważniejszym miejscem regulacji glikolizy jest fosfofruktokinaza, czasami reakcja przeprowadzana przez ten enzym nazywana jest reakcją ograniczającą glikolizy. Aktywność enzymu regulowana jest na kilka sposobów. Pierwszy polega allosterycznym hamowaniu przez ATP. Efekt jest znoszony przez AMP. W ten sposób komórka może dostosować wytwarzanie ATP do aktualnego zapotrzebowania na energię. Gdy ilość ATP jest wystarczająca zachodzenie reakcji szlaku ulega ograniczeniu. Podwyższone stężenie AMP jest sygnałem do przyspieszenia glikolizy. Aktywność PFK ulega również zahamowaniu przy podwyższonych stężeniach cytrynianu, będącego jednym ze związków pośrednich cyklu Krebsa. Fruktozo-2,6-bisfosforan silnie aktywuje fosfofruktokinazę. Związek ten jest wytwarzany z fruktozo-6-fosfranu przez fosfofruktokinazę 2 (PFK 2) i może być hydrolizowany z powrotem przez fruktozobisfosfatazę (FBPazę). Ponieważ fruktozo-6-fosforan zwiększa aktywność PFK 2 i hamuje aktywność FBPazy to pośrednio wpływa na aktywność PFK. Fruktozobisfosfatazę zwiększa swoją aktywność również w efekcie fosforylacji, co ma miejsce w sytuacji podwyższonego stężenia ATP w cytozolu. Hydroliza fruktozo-2,6-bisfosforanu prowadzi do obniżenia aktywności PFK i spowolnienia całego szlaku glikolitycznego. Na aktywność PFK wpływają również jony H+. Do obniżenia pH cytozolu dochodzi, gdy w warunkach beztlenowych wytworzony zostanie kwas mlekowy[13].

Kinaza pirogronianowa[edytuj | edytuj kod]

Kinaza pirogronianowa kontroluje wypływ metabolitów glikolizy. Jest ostatnią, nieodwracalną reakcją szlaku. Enzym aktywowany jest przez fruktozo-1,6-bisfosforan, a hamowany przez oraz ATP oraz alaninę. W organizmach zwierząt dodatkowo kinaza pirogronianowa ulega fosforylacji przez kaskadę cAMP wywoływaną pojawieniem się glukagonu. Fosforylacja enzymu powoduje spowolnienie glikolizy i w efekcie podniesienie poziomu glukozy we krwi[13]. Allosteryczną regulację przez fruktozo-1,6-bisfosforan stwierdzono u ssaków. U mikroorganizmów w regulacji uczestniczą różne ufosforylowane cukry. Na przykład u świdrowców do aktywacji kinazy pirogronianowej dochodzi przy mikromolowych stężeniach fruktozo-2,6-bisfosforan[39].

Ewolucja[edytuj | edytuj kod]

Glikoliza jako szlak metaboliczny służący pozyskiwaniu energii przydatnej metabolicznie wykształciła się na wczesnych etapach ewolucji. Reakcje szlaku umożliwiają pozyskanie energii z węglowodanów w warunkach beztlenowych[3]. Część szlaku, obejmująca metabolizm trioz jest obecna u organizmów należących do wszystkich trzech domen. Podobieństwo części enzymów odpowiedzialnych za metabolizm trioz wskazuje na ewolucyjne powiązanie glikolizy z glukoneogenezą[2]. Enzymy biorące udział w przekształcaniu heksoz różnią się u poszczególnych gatunków i nie występują wcale u części archeanów[40]. U archeanów występuje obok szlaku Embdena-Meyerhofa zmodyfikowany tryb glikolizy określany nazwą szlak Entnera-Doudoroffa[1][41]. Część glikolizy obejmująca metabolizm trioz, będąca zarazem częścią glukoneogenezy jest prawdopodobnie najstarszym ewolucyjnie fragmentem szlaku. Reakcje obejmujące przekształcanie heksoz wyewoluowały później,a różnice pomiędzy gatunkami mają związek dostępnością poszczególnych cukrów w środowisku organizmów. Badania sekwencji czterech kinaz i dwóch izomeraz uczestniczących w reakcjach glikolizy wskazują na odmienne pochodzenie tych enzymów. Nie powstały one w wyniku duplikacji i dywergencji jednego genu[3]. Długa ewolucja szlaku doprowadziła do wysokiej wydajności energetycznej w wyniku optymalizacji wytwarzania ATP. U części bakterii występują starsze ewolucyjnie szlaki glikolityczne o mniejszej wydajności[42].

Historia[edytuj | edytuj kod]

Otto Fritz Meyerhof

Za początek badań nad glikolizą uznaje się obalenie poglądu Ludwika Pasteura z 1860 roku, że fermentacja jest procesem zachodzącym wyłącznie w żywych komórkach. Głoszony przez Pasteura dogmat witalistyczny obalili przypadkowo w roku 1897 bracia Hans i Eduard Buchnerowie, którzy starając się uzyskać ekstrakt drożdżowy do celów medycznych, próbowali utrwalić go za pomocą sacharozy. Okazało się, że pomimo braku żywych komórek sacharoza została szybko przekształcona w alkohol. W ten sposób udowodnili, że fermentacja może zachodzić poza żywą komórką. Przez kolejne lata poznano dokładnie reakcje fermentacji alkoholowej i mleczanowej. Udało się wykazać, że przebiegająca w mięśniach fermentacja mleczanowa jest w dużym stopniu podobna do fermentacji alkoholowej. Poznanie poszczególnych reakcji glikolizy było możliwe dzięki pracom Gustawa Embdena, Otto Meyerhofa, Carla Neuberga, Jakuba Parnasa, Otto Warburga, Gerty i Carla Corich. Wszystkie reakcje szlaku zostały poznane do roku 1940. Wkład części wymienionych naukowców został doceniony w stosowanej nazwie „szlaku Embdena-Meyerhofa-Parnasa”[3].

Zobacz też[edytuj | edytuj kod]

Zobacz publikację na Wikibooks:
Biochemia:Glikoliza
Wikimedia Commons

Bibliografia[edytuj | edytuj kod]

  1. 1,0 1,1 Romano AH, Conway T. Evolution of carbohydrate metabolic pathways. „Res Microbiol”. 147 (6-7), s. 448-55, 1996. PMID 9084754 (ang.). 
  2. 2,0 2,1 RS. Ronimus, HW. Morgan. Distribution and phylogenies of enzymes of the Embden-Meyerhof-Parnas pathway from archaea and hyperthermophilic bacteria support a gluconeogenic origin of metabolism. „Archaea”. 1 (3), s. 199-221, Oct 2003. PMID 15803666. 
  3. 3,00 3,01 3,02 3,03 3,04 3,05 3,06 3,07 3,08 3,09 3,10 Glikoliza i glukoneogeneza. W: Jeremy Mark Berg, John L Tymoczko, Lubert Stryer, Neil D Clarke: Biochemia. Warszawa: Wydawnictwo Naukowe PWN, 2007, s. 425-464. ISBN 978-83-01-14379-4.
  4. J. Muñoz-Bertomeu, B. Cascales-Miñana, M. Alaiz, J. Segura i inni. A critical role of plastidial glycolytic glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase in the control of plant metabolism and development. „Plant Signal Behav”. 5 (1), Jan 2010. PMID 19875934. 
  5. VM. Andriotis, NJ. Kruger, MJ. Pike, AM. Smith. Plastidial glycolysis in developing Arabidopsis embryos. „New Phytol”. 185 (3), s. 649-62, Feb 2010. doi:10.1111/j.1469-8137.2009.03113.x. PMID 20002588. 
  6. W. de Souza. Special organelles of some pathogenic protozoa. „Parasitol Res”. 88 (12), s. 1013-25, Dec 2002. doi:10.1007/s00436-002-0696-2. PMID 12444449. 
  7. JR. Haanstra, A. van Tuijl, P. Kessler, W. Reijnders i inni. Compartmentation prevents a lethal turbo-explosion of glycolysis in trypanosomes. „Proc Natl Acad Sci U S A”. 105 (46), s. 17718-23, Nov 2008. doi:10.1073/pnas.0806664105. PMID 19008351. 
  8. M. Parsons. Glycosomes: parasites and the divergence of peroxisomal purpose. „Mol Microbiol”. 53 (3), s. 717-24, Aug 2004. doi:10.1111/j.1365-2958.2004.04203.x. PMID 15255886. 
  9. JM. Silverman, SK. Chan, DP. Robinson, DM. Dwyer i inni. Proteomic analysis of the secretome of Leishmania donovani. „Genome Biol”. 9 (2), s. R35, 2008. doi:10.1186/gb-2008-9-2-r35. PMID 18282296. 
  10. M. Parsons, T. Furuya, S. Pal, P. Kessler. Biogenesis and function of peroxisomes and glycosomes. „Mol Biochem Parasitol”. 115 (1), s. 19-28, Jun 2001. PMID 11377736. 
  11. FR. Opperdoes. Compartmentation of carbohydrate metabolism in trypanosomes. „Annu Rev Microbiol”. 41, s. 127-51, 1987. doi:10.1146/annurev.mi.41.100187.001015. PMID 3120638. 
  12. EB. Kuettner, K. Kettner, A. Keim, DI. Svergun i inni. Crystal structure of hexokinase KlHxk1 of Kluyveromyces lactis: a molecular basis for understanding the control of yeast hexokinase functions via covalent modification and oligomerization. „J Biol Chem”. 285 (52), s. 41019-33, Dec 2010. doi:10.1074/jbc.M110.185850. PMID 20943665. 
  13. 13,00 13,01 13,02 13,03 13,04 13,05 13,06 13,07 13,08 13,09 13,10 13,11 13,12 13,13 13,14 Metabolizm węglowodanów. W: B.D.Hames, N.M.Hooper: Krótkie wykłady. Biochemia. Warszawa: Wydawnictwo Naukowe PWN, 2005, s. 305-354. ISBN 83-01-13872-6.
  14. 14,0 14,1 14,2 14,3 14,4 14,5 14,6 Halina Gabryś. Procesy oddechowe. W: (red.) Kopcewicz Jan, Lewak Stanisław: Fizjologia roślin. Warszawa: Wydawnictwo Naukowe PWN, 2002, s. 387-420. ISBN 8301137533.
  15. CJ. Jeffery, BJ. Bahnson, W. Chien, D. Ringe i inni. Crystal structure of rabbit phosphoglucose isomerase, a glycolytic enzyme that moonlights as neuroleukin, autocrine motility factor, and differentiation mediator. „Biochemistry”. 39 (5), s. 955-64, Feb 2000. PMID 10653639. 
  16. 16,0 16,1 16,2 B. Siebers, H. Brinkmann, C. Dörr, B. Tjaden i inni. Archaeal fructose-1,6-bisphosphate aldolases constitute a new family of archaeal type class I aldolase.. „J Biol Chem”. 276 (31), s. 28710-8, Aug 2001. doi:10.1074/jbc.M103447200. PMID 11387336. 
  17. E. Lorentzen, B. Siebers, R. Hensel, E. Pohl. Structure, function and evolution of the Archaeal class I fructose-1,6-bisphosphate aldolase.. „Biochem Soc Trans”. 32 (Pt 2), s. 259-63, Apr 2004. doi:10.1042/. PMID 15046584. 
  18. NJ. Patron, MB. Rogers, PJ. Keeling. Gene replacement of fructose-1,6-bisphosphate aldolase supports the hypothesis of a single photosynthetic ancestor of chromalveolates.. „Eukaryot Cell”. 3 (5), s. 1169-75, Oct 2004. doi:10.1128/EC.3.5.1169-1175.2004. PMID 15470245. 
  19. SM. Zgiby, GJ. Thomson, S. Qamar, A. Berry. Exploring substrate binding and discrimination in fructose1, 6-bisphosphate and tagatose 1,6-bisphosphate aldolases.. „Eur J Biochem”. 267 (6), s. 1858-68, Mar 2000. PMID 10712619. 
  20. HC. Watson, NP. Walker, PJ. Shaw, TN. Bryant i inni. Sequence and structure of yeast phosphoglycerate kinase. „EMBO J”. 1 (12), s. 1635-40, 1982. PMID 6765200. 
  21. G. Auerbach, R. Huber, M. Grättinger, K. Zaiss i inni. Closed structure of phosphoglycerate kinase from Thermotoga maritima reveals the catalytic mechanism and determinants of thermal stability.. „Structure”. 5 (11), s. 1475-83, Nov 1997. PMID 9384563. 
  22. CC. Blake, DW. Rice. Phosphoglycerate kinase.. „Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci”. 293 (1063), s. 93-104, Jun 1981. PMID 6115427. 
  23. AN. Szilágyi, M. Ghosh, E. Garman, M. Vas. A 1.8 A resolution structure of pig muscle 3-phosphoglycerate kinase with bound MgADP and 3-phosphoglycerate in open conformation: new insight into the role of the nucleotide in domain closure.. „J Mol Biol”. 306 (3), s. 499-511, Feb 2001. doi:10.1006/jmbi.2000.4294. PMID 11178909. 
  24. RD. Banks, CC. Blake, PR. Evans, R. Haser i inni. Sequence, structure and activity of phosphoglycerate kinase: a possible hinge-bending enzyme.. „Nature”. 279 (5716), s. 773-7, Jun 1979. PMID 450128. 
  25. 25,0 25,1 BE. Bernstein, WG. Hol. Crystal structures of substrates and products bound to the phosphoglycerate kinase active site reveal the catalytic mechanism.. „Biochemistry”. 37 (13), s. 4429-36, Mar 1998. doi:10.1021/bi9724117. PMID 9521762. 
  26. S. Kumar, B. Ma, CJ. Tsai, H. Wolfson i inni. Folding funnels and conformational transitions via hinge-bending motions.. „Cell Biochem Biophys”. 31 (2), s. 141-64, 1999. doi:10.1007/BF02738169. PMID 10593256. 
  27. E. Zhang, JM. Brewer, W. Minor, LA. Carreira i inni. Mechanism of enolase: the crystal structure of asymmetric dimer enolase-2-phospho-D-glycerate/enolase-phosphoenolpyruvate at 2.0 A resolution. „Biochemistry”. 36 (41), s. 12526-34, Oct 1997. doi:10.1021/bi9712450. PMID 9376357. 
  28. 28,0 28,1 28,2 28,3 V. Pancholi. Multifunctional alpha-enolase: its role in diseases.. „Cell Mol Life Sci”. 58 (7), s. 902-20, Jun 2001. PMID 11497239. 
  29. 29,0 29,1 M. Peshavaria, IN. Day. Molecular structure of the human muscle-specific enolase gene (ENO3).. „Biochem J”. 275 ( Pt 2), s. 427-33, Apr 1991. PMID 1840492. 
  30. R.K.J. Hoorn, J.P. Flikweert, Gerard E.J. Staal. Purification and properties of enolase of human erythrocytes. „International Journal of Biochemistry”. 11-12 (5(11-12)), s. 845-846, 1974. doi:0020711X74901190. 
  31. TM. Larsen, JE. Wedekind, I. Rayment, GH. Reed. A carboxylate oxygen of the substrate bridges the magnesium ions at the active site of enolase: structure of the yeast enzyme complexed with the equilibrium mixture of 2-phosphoglycerate and phosphoenolpyruvate at 1.8 A resolution.. „Biochemistry”. 35 (14), s. 4349-58, Apr 1996. doi:10.1021/bi952859c. PMID 8605183. 
  32. JE. Wedekind, GH. Reed, I. Rayment. Octahedral coordination at the high-affinity metal site in enolase: crystallographic analysis of the MgII--enzyme complex from yeast at 1.9 A resolution.. „Biochemistry”. 34 (13), s. 4325-30, Apr 1995. PMID 7703246. 
  33. JE. Wedekind, RR. Poyner, GH. Reed, I. Rayment. Chelation of serine 39 to Mg2+ latches a gate at the active site of enolase: structure of the bis(Mg2+) complex of yeast enolase and the intermediate analog phosphonoacetohydroxamate at 2.1-A resolution.. „Biochemistry”. 33 (31), s. 9333-42, Aug 1994. PMID 8049235. 
  34. FJ. Hüther, N. Psarros, H. Duschner. Isolation, characterization, and inhibition kinetics of enolase from Streptococcus rattus FA-1.. „Infect Immun”. 58 (4), s. 1043-7, Apr 1990. PMID 2318530. 
  35. TM. Larsen, LT. Laughlin, HM. Holden, I. Rayment i inni. Structure of rabbit muscle pyruvate kinase complexed with Mn2+, K+, and pyruvate. „Biochemistry”. 33 (20), s. 6301-9, May 1994. PMID 8193145. 
  36. G. Valentini, L. Chiarelli, R. Fortin, ML. Speranza i inni. The allosteric regulation of pyruvate kinase.. „J Biol Chem”. 275 (24), s. 18145-52, Jun 2000. doi:10.1074/jbc.M001870200. PMID 10751408. 
  37. 37,0 37,1 37,2 37,3 Hans G. Schlegel: Mikrobiologia ogólna. Warszawa: Wydaw. Naukowe PWN, 2004, s. 295-296. ISBN 8301139994.
  38. 38,0 38,1 38,2 Peter A. Mayes, Glikoliza i utlenianie pirogronianu.. W: Robert K. Murray, Daryl K. Granner, Peter A. Mayes, Victor William Rodwell, Harold A. Harper: Biochemia Harpera. Warszawa: Wydawnictwo Lekarskie PZWL, 1995, s. 207-216. ISBN 83-200-1798-X.
  39. WJ. Cook, O. Senkovich, K. Aleem, D. Chattopadhyay. Crystal structure of Cryptosporidium parvum pyruvate kinase.. „PLoS One”. 7 (10), s. e46875, 2012. doi:10.1371/journal.pone.0046875. PMID 23056503. 
  40. Dandekar T, Schuster S, Snel B, Huynen M, Bork P. Pathway alignment: application to the comparative analysis of glycolytic enzymes. „Biochem J”. 343 Pt 1, s. 115-24, 1999. PMID 10493919 (ang.). 
  41. Selig M, Xavier KB, Santos H, Schönheit P. Comparative analysis of Embden-Meyerhof and Entner-Doudoroff glycolytic pathways in hyperthermophilic archaea and the bacterium Thermotoga. „Arch Microbiol”. 167 (4), s. 217-32, 1997. PMID 9075622 (ang.). 
  42. Meléndez-Hevia E, Waddell TG, Heinrich R, Montero F. Theoretical approaches to the evolutionary optimization of glycolysis--chemical analysis. „Eur J Biochem”. 244 (2), s. 527-43, 1997. PMID 9119021 (ang.). 

Linki zewnętrzne[edytuj | edytuj kod]